Under-Canopy-Lighting: Ist die Optimierung der Lichtverteilung im Bestand einer hohen Toplight-Intensität überlegen?

Under-Canopy-Lighting: Ist die Optimierung der Lichtverteilung im Bestand einer hohen Toplight-Intensität überlegen?

1. Einleitung

In der kommerziellen, kontrollierten Kultivierung von Cannabis stellt die effiziente Lichtverteilung innerhalb dichter Pflanzenbestände eine der zentralen Herausforderungen dar. Aufgrund hoher Pflanzdichten und der Neigung vieler Genotypen zu einem starken Höhenwachstum (häufig 1-1,5m) entstehen in der Regel sehr dichte Pflanzenbestände. Herkömmliche Beleuchtung, die über den Pflanzen angebracht wird (Toplights) führt dazu, dass im oberen Bereich der Pflanzenbestände photosynthetisch aktive Photonenflussdichten (PPFD-Werte) erreicht werden, die nahe am Lichtsättigungspunkt der Blätter dieser Bestandes-Schicht liegen. In Abhängigkeit der Toplight-Intensität steigen neben dem potenziellen Lichtstress (Photoinhibition) auch die Lichtreflektion der Blätter sowie photorespirative Kohlenstoffverluste in den oberen Blattschichten, was einen Effizienzverlust in der Lichtnutzung der Pflanzen darstellt. Zudem wird ein signifikanter Anteil der zugeführten Lichtmenge bereits von der obersten Blattschicht abgefangen, was zu einem drastischen Lichtgradienten innerhalb Bestandes führt. In der Praxis erreichen oft nur etwa 25-30 % der Blätter die nötige Lichtmenge, welche für ein effiziente Photosynthese und damit für ein optimales Wachstum der Pflanze benötigt wird. Wenn die Lichtintensität unter den sogenannten Lichtkompensationspunkt (ca. 70-120 µmol m⁻² s⁻¹) fällt, stellen die Blätter in diesem Bereich die Netto-Produktion von Zuckern ein. In diesem Zustand verbrauchen sie mehr Energie für ihren Erhalt, als sie durch Photosynthese generieren, und entziehen der Pflanze somit Ressourcen, die andernfalls für die Entwicklung von Blüten, Cannabinoiden und Terpenen zur Verfügung stünden. Dementsprechend wird das Potential der Ganzpflanze hinsichtlich der möglichen Photosynthese-Leistung und somit das Ertragspotential nicht ausgeschöpft.

Des Weiteren weisen die Blüten im mittleren und unteren Bereich des Pflanzenbestandes meist eine verminderte Qualität sowohl hinsichtlich ihrer Struktur („Popcorn Buds“), als auch hinsichtlich der Akkumulation sekundärer Pflanzenmetabolite (Cannabinoide, Terpene, Anthocyane, Flavonoide etc.) auf. Bisherige Strategien zur Bewältigung dieses Problems, wie intensives Entlauben und Beschneiden, sind nicht nur arbeitsintensiv, sondern können die Pflanzen auch abiotischem Stress aussetzen und das Risiko für Krankheitsinfektionen erhöhen. Zudem führt die Verminderung der photosynthetisch aktiven Blattfläche dazu, dass das insgesamt mögliche Photosynthese-Potenzial der Pflanze bzw. des Bestandes nicht ausgeschöpft wird. Somit sind die erzielten Blütenerträge in der Regel deutlich unter den potenziell möglichen Erträgen anzusiedeln.

Vor diesem Hintergrund bietet die Unterkronenbeleuchtung (Under Canopy Lighting, UCL) einen innovativen Ansatz. Durch die Platzierung von Lichtquellen direkt unterhalb des Pflanzenbestandes wird der vertikale Lichtgradient minimiert. Wissenschaftliche Untersuchungen haben zudem bestätigt, dass die Blattunterseite (abaxiale Seite) Licht ebenso effizient für die Photosynthese nutzen kann wie die Oberseite, sofern die Lichtintensität ausreichend hoch ist. Zudem werden auch die Blattansatzwinkel bei sich verändernden Eistrahlungswinkeln variiert, um die Strahlungsaufnahme zu maximieren. Die vorliegende Studie untersucht das Potenzial der Unterkronenbeleuchtung, eine gleichmäßigere Lichtumgebung zu schaffen, die Blütenqualität über die gesamte Pflanze hinweg zu standardisieren und die betriebliche Effizienz durch eine Reduktion der benötigten manuellen Pflegemaßnahmen zu steigern. Folgende Hypothesen wurden vor Versuchsbeginn aufgestellt:

1. Trotz einer durch das Toplight bereitgestellten, hohen Lichtintensität ist die Lichtpenetration in geschlossenen Cannabis-Beständen aufgrund starker Selbstbeschattung durch planophil ausgerichtete Blätter sehr gering. Folglich ist die Strahlungsnutzungseffizienz nicht optimal, da die Photosyntheserate für einen großen Teil der gesamten Blattanzahl nicht ihre maximale Kapazität erreicht.
2. Eine Verringerung der Lichtintensität im oberen Bereich bei gleichzeitiger Lichtzufuhr in den unteren bzw. mittleren Teil des Pflanzenbestandes sorgt für eine räumliche Homogenisierung der Lichtintensität bei gleichzeitiger Vergrößerung der photosynthetisch aktiven Blattfläche, verringert den Lichtverlust durch Reflexion an den Blättern sowie die Kohlenstoffverluste durch Photorespiration und maximiert letztendlich die Photosyntheseleistung des Gesamtbestandes. Dies führt zu höheren Blütenerträgen, homogeneren Blütenstrukturen sowie einer Vereinheitlichung der Akkumulation von Sekundärmetaboliten entlang der Pflanze.
3. Eine frühzeitige Etablierung von UCL führt zu einer Veränderung der Pflanzenmorphologie, indem die Pflanzenhöhe, die Nodienabstände, die Nodienanzahl, die Blattwinkel und die Verzweigungswinkel verändert werden. In Kombination mit zu erwartenden Strukturellen Veränderungen auf Blattebene (größere Anzahl an Palisadenparenchym-Schichten im Blatt, resultieren in einer gesteigerten, potenziellen CO₂ Assimilationsrate in mittleren und unteren Bestandes-Schichten) führt die verbesserte räumliche Verteilung der Blattfläche zu einem verringerten Aufwand hinsichtlich gängiger Anbaumethoden (z.B. Entlaubung). Da weniger Pflanzenmaterial entfernt werden muss und vorhandenes Blattmaterial hocheffizient arbeitet, nähern wir uns dem Ertragspotenzial der Pflanze an.
4. Das Mikroklima innerhalb des Blätterdachs profitiert nicht von der Beleuchtung unterhalb des Bestandes, da im unteren Bereich des Blätterdachs erhöhte Transpirationsraten auftreten, was zu einer höheren relativen Luftfeuchtigkeit im Inneren des Bestandes führt. Dies senkt den lokalen VPD und kann zu Problemen beim Transport relevanter Nährstoffe über das Xylem führen sowie das Schimmelrisiko für die Blütenstände in der mittleren und unteren Bestandes-Schicht erhöhen. Folglich könnte die Belüftung des komplexer werden, um das volle Potenzial von UCL auszuschöpfen.

2. Material und Methoden

2.1 Pflanzenmaterial und Anbaubedingungen

Der Versuch fand unter kontrollierten Bedingungen in den firmeneigenen Pflanzenlaboren der SANlight GmbH (Schruns, Österreich) statt. Um allgemeingültigere Aussagen hinsichtlich der potenziellen Behandlungseffekte auf Wachstum und Entwicklung von Cannabis sativa L. treffen zu können, wurde auf das Verwenden von genetisch identischen Klonen verzichtet und ein populationsbasierter Ansatz gewählt. Somit fand die Anzucht der benötigten Jungpflanzen aus Samen statt. Hierbei fiel die Wahl auf Samen der Sorte (cv.) Seriotica ® (Serious Seeds B.V., Purmerend, Niederlande). Die Sorte zeichnet sich durch seine kompakte und robuste Wuchs-Struktur, sowie eine gute Resistenz gegenüber Grauschimmel und Mehltau aus. Für die Keimung wurden EazyPlugs mit Wasser aufgesättigt und anschließend die Samen in das vorgeformte Loch platziert und leicht angedrückt. Beim Einsetzen des Samens wurde darauf geachtet, dass der Nabel (Hilum) jeweils nach oben zeigt, um die Keimung nicht zu behindern. Nach der Aussaat wurden die EazyPlug-Trays in Propagatoren verbracht, deren Anzuchtschalen mit einer dünnen Schicht aus feuchten Perliten befüllt waren. Um eine Luftfeuchtigkeit von mindestens 80 % während der Keimung zu gewährleisten, wurden die Plugs 1-2-mal täglich mit Wasser besprüht. Die Keimtemperatur lag bei ca. 26-27 °C. Um ein Vergeilen der Sämlinge während/nach der Keimung zu vermeiden, fand während des Keimprozesses und der Etablierung der Sämlinge (ca. 3 Tage, bis die Keimblätter voll entwickelt, sowie erste Ansätze des ersten echten Laubblattpaares erkennbar waren) eine Beleuchtung der zwei Propagatoren mittels vier Flex II-25 Leuchten (SANlight GmbH, Schruns, Österreich) statt.

Als Anbau-Substrat wurde Canna Terra Professional Plus ^® (CANNA International N.V., Brüssel, Belgien) verwendet. Vor Nutzung des Substrats fand eine Sterilisierung, bei 80 °C statt um potenziell enthaltene Pflanzenpathogene und Schadinsekten zu neutralisieren. Anschließend wurden die final für den Anbauzyklus verwendeten Töpfe (Topfvolumen: 11 L) mittels eines standardisierten Verfahrens mit 3,24 kg des Substrats befüllt und verdichtet, sodass in jedem Topf vergleichbare Substrat-Lagerungsdichten, und somit einheitliche Bedingungen hinsichtlich Wasserhaltefähigkeit und Kapillarität, vorherrschten. Ein Tag vor der Pflanzung fand in den bereits mit Substrat befüllten Töpfen, mittels milder Nährlösung (EC: 0.7, vgl. Tabelle 3), eine Wasser-Aufsättigung auf 72 % der Feldkapazität statt (vgl. Abbildung 1).

Nachdem das oben beschriebene Entwicklungsstadium der Keimung erreicht war, wurden die Sämlinge direkt in die Versuchsumgebung (Pflanzenlabore der Sanlight GmbH) verbracht und in die final verwendeten 11 L Töpfe gepflanzt. Um eine gute Verbindung zwischen Wurzelballen und Anbausubstrat zu gewährleisten, fand nach der Pflanzung jeweils eine zusätzliche, händische Bewässerung von 250 ml Wasser pro Topf statt. Somit wies das Substrat nach dem Pflanzen einen Wassergehalt von ca. 75% der Feldkapazität auf.

Die Versuchsfläche umfasste 12 Tische mit einer Fläche von 2 m² (2m x 1m), wobei ein Tisch im weiteren Verlauf jeweils einer Versuchsbehandlung (vgl. Abschnitt 2.3) entsprach. Jeder der 12 Tische wurde gleichmäßig mit 12 Pflanzen bzw. Töpfen bestückt (3 Reihen mit jeweils 4 Pflanzen), was zu einer Pflanzdichte von 6 Pflanzen je m² führte. (vgl. Abbildung 2). Die Beleuchtung der Pflanzen von oben wurde mittels 4 EVO 5-120 1.5 (SANlight GmbH, Schruns, Österreich) je Tisch realisiert. Um den Pflanzschock bis zur Ausbildung des ersten echten Laub-blattpaares (Dauer 3 Tage) zu minimieren, wurden die Klimabedingungen der Versuchsumgebung auf eine Tagestemperatur von 24 °C sowie eine relative Luftfeuchtigkeit (rH) von 80 % eingestellt (vgl. Tabelle 1 und 2). Während der auf 18 h festgesetzten Photoperiode, lag die photosynthetisch aktive Photonenflussdichte (PPFD), also die Lichtintensität, in dieser pre-vegetativen Phase bei 180 µmol m^-2 s^-1.

Im weiteren Verlauf des Versuches fand eine grundsätzliche Gruppierung des Versuchs hinsichtlich des kumulierten, photosynthetischen Photonenflusses (PPF) auf Tischebene in der generativen Phase statt. Die dabei vorgenommenen Licht- und Klima-Setpoints im Verlauf des kompletten Anbauzyklus können Tabelle 1 und 2 entnommen werden, wobei die dargestellten Lichteinstellungen den jeweiligen „Toplight-only“ Kontroll-Tischen des durchgeführten Versuchs entsprechen.

Phase	Licht und Klima – Setpoints (Mittlerer Tisch PPF-Wert in generativer Phase)
	Photo-periode (h)	EVO-Toplight PPFD (µmol m-2 s-1)	Dimm-stufe (%)	Abstand Pflanzen (cm)	Temperatur [Tag/Nacht] (°C)	rH [Tag/Nacht] (%)	CO2 (ppm)	Umluft (%)
Pre-Vegetativ
Tag 1-3	18	180	21,0	90	24,0 / 22,0	80 / 70	480	50
Vegetativ
Woche 1	18	330	25,5	40	25,0 / 23,0	66 / 60	480	50
Woche 2	18	450	34,5	40	25,5 / 23,5	64 / 60	480	50
Woche 3	18	520	39,5	40	26,0 / 24,0	62 / 58	480	50
Generativ
Woche 1	12	903	72,0	40	27,0 / 25,0	59 / 55	480	75
Woche 2	12	903	72,0	40	28,0 / 25,0	55 / 51	480	75
Woche 3	12	903	72,0	40	28,0 / 25,0	52 / 50	480	85
Woche 4	12	903	72,0	40	29,0 / 25,0	52 / 50	480	100
Woche 5	12	903	72,0	40	30,0 / 26,0	50 / 50	480	100
Woche 6	12	903	72,0	40	30,0 / 26,0	50 / 50	480	100
Woche 7	12	903	72,0	40	30,0 / 26,0	50 / 50	480	100
Woche 8	12	903	72,0	40	29,0 / 25,0	50 / 50	480	100
Woche 9	12	903	72,0	40	28,0 / 23,0	50 / 50	480	100
Woche 10	12	903	72,0	40	26,0 / 20,0	50 / 50	480	100
Woche 11	12	903	72,0	40	25,0 / 19,0	50 / 50	480	100

Tabelle 1: Licht- und Klima- Setpoints des Anbauzyklus bei mittlerem kumuliertem PPF-Wert auf Tischebene in der generativen Phase. Die abgebildeten Lichteinstellungen hinsichtlich EVO-Toplight PPFD sowie die zugehörige Dimmstufe bilden die jeweiligen Einstellungen bzgl. des „Toplight-only“ Kontroll-Tisches dieser Versuchsgruppe ab. Alle weiteren Angaben besitzen generelle Gültigkeit innerhalb der Versuchsgruppe „Mittlerer Tisch PPF-Wert in generativer Phase“.

Phase	Licht und Klima – Setpoints (Hoher Tisch PPF-Wert in generativer Phase)
	Photo-periode (h)	EVO-Toplight PPFD (µmol m-2 s-1)	Dimm-stufe (%)	Abstand Pflanzen (cm)	Temperatur [Tag/Nacht] (°C)	rH [Tag/Nacht] (%)	CO2 (ppm)	Umluft (%)
Pre-Vegetativ
Tag 1-3	18	180	21,0	90	24,0 / 22,0	80 / 70	480	50
Vegetativ
Woche 1	18	330	25,5	40	25,0 / 23,0	66 / 60	480	50
Woche 2	18	450	34,5	40	25,5 / 23,5	64 / 60	480	50
Woche 3	18	520	39,5	40	26,0 / 24,0	62 / 58	480	50
Generativ
Woche 1	12	1160	92,5	40	27,0 / 25,0	59 / 55	480	75
Woche 2	12	1160	92,5	40	28,0 / 25,0	55 / 51	480	75
Woche 3	12	1160	92,5	40	28,0 / 25,0	52 / 50	480	85
Woche 4	12	1160	92,5	40	29,0 / 25,0	52 / 50	480	100
Woche 5	12	1160	92,5	40	30,0 / 26,0	50 / 50	480	100
Woche 6	12	1160	92,5	40	30,0 / 26,0	50 / 50	480	100
Woche 7	12	1160	92,5	40	30,0 / 26,0	50 / 50	480	100
Woche 8	12	1160	92,5	40	29,0 / 25,0	50 / 50	480	100
Woche 9	12	1160	92,5	40	28,0 / 23,0	50 / 50	480	100
Woche 10	12	1160	92,5	40	26,0 / 20,0	50 / 50	480	100
Woche 11	12	1160	92,5	40	25,0 / 19,0	50 / 50	480	100

Tabelle 2: Licht- und Klima- Setpoints des Anbauzyklus bei hohem kumuliertem PPF-Wert auf Tischebene in der generativen Phase. Die abgebildeten Lichteinstellungen hinsichtlich EVO-Toplight PPFD sowie die zugehörige Dimmstufe bilden die jeweiligen Einstellungen bzgl. des „Toplight-only“ Kontroll-Tisches dieser Versuchsgruppe ab. Alle weiteren Angaben besitzen generelle Gültigkeit innerhalb der Versuchsgruppe „Hoher Tisch PPF-Wert in generativer Phase“.

2.2 Dünge- und Gießverhalten

Wie im vorherigen Abschnitt beschrieben, wurde der Versuch generell in zwei große Gruppen unterteilt, welche sich im auf Tischebene zugeführten PPF-Wert unterschieden. Im Gegensatz zu den Klimaeinstellungen, welche in beiden Gruppen über den gesamten Anbauzyklus identisch waren, wurde in den verschiedenen Entwicklungs-Abschnitten der generativen Phase eine Unterscheidung hinsichtlich der eingesetzten Düngermengen vorgenommen. Bei mittlerem kumuliertem PPF-Wert auf Tischebene wurde eine verringerte photosynthetische Aktivität erwartet und damit, bei identischen Klimaeinstellungen, mit einem geringeren Nährstoffbedarf gerechnet. In Abhängigkeit des Entwicklungsstadiums in der generativen Phase wurden bei mittlerem kumulativem PPF-Wert auf Tischebene um 10-15 % (VBX) bzw. 15-29 % (SHINE) verringerte Dünger-Aufwandmengen verabreicht (vgl. Tabelle 3). Die der Entwicklungsphase entsprechende Düngerkonzentration wurde jeweils mit jeder Wassergabe verabreicht.

Phase	Düngeschemata bei EC von 0.3 mS cm-1 im Ausgangs-Wasser (g 10L-1)
	Hoher Tisch PPF-Wert in generativer Phase			Mittlerer Tisch PPF-Wert in generativer Phase
	VBX	SHINE		VBX	SHINE
Pre-Vegetativ
Tag 1-3	6,0	0,0		6,0	0,0
Vegetativ
Woche 1	8,0	0,0		8,0	0,0
Woche 2	10,5	0,0		10,5	0,0
Woche 3	12,5	0,0		12,5	0,0
Generativ
Woche 1	16,0	2,0		14,0	1,5
Woche 2	18,0	2,5		16,0	2,0
Woche 3	18,0	3,5		16,0	3,0
Woche 4	18,0	3,5		16,0	3,0
Woche 5	18,0	3,5		16,0	3,0
Woche 6	16,0	3,5		14,0	3,0
Woche 7	14,0	3,5		12,0	3,0
Woche 8	0,0	2,5		0,0	2,0
Woche 9	0,0	1,5		0,0	1,0
Woche 10	0,0	0,0		0,0	0,0
Woche 11	0,0	0,0		0,0	0,0

Tabelle 3: Im Anbauzyklus angewandte Düngeschemata bei hohem bzw. mittleren PPF-Wert auf Tischebene in der generativen Phase.

Mit einem Speicherintervall von 5 min wurde während des gesamten Vegetationszyklus auf allen Tischen der mittlere gravimetrische Wassergehalt pro Topf erfasst. Folglich konnte die tägliche Transpirationsrate bestimmt werden. Die Dosierung der Wassergaben erfolgte über NetBow™ Tropfbögen (Netafim Ltd., Tel Aviv, Israel) welche über Ventile mit einem Durchflussvolumen von 4 L h^-1 versorgt wurden. Generell erfolgte in der vorliegenden Studie die Verabreichung der gesamten, täglich notwendigen Wasseraufwandmenge jeweils ca. 1,5 h nach dem die Photoperiode begann. In der vegetativen Phase des Anbauzyklus wurde bzgl. der Pflanzen-Fertigation ein unterer Schwellenwert von 55 % Feldkapazität des Substrats festgesetzt. Ab diesem wurde wieder auf den oberen Schwellenwert dieser Entwicklungsphase (72-75% der Feldkapazität) aufgegossen (vgl. Abbildung 1). Die festgesetzten oberen und unteren Schwellenwerte wurden im weiteren Verlauf zu den jeweiligen Entwicklungs-stadien passend geändert bzw. festgesetzt.

Um eine bedarfsgerechte Fertigation zu gewährleisten, erfolgte ab Woche 1 der generativen Phase, unter Einhaltung von oberen und unteren Schwellenwerten bzgl. des Wassergehalts im Substrat, die tägliche Verabreichung des Äquivalents der aktuellen 24h-Transpirationsrate (vgl. Abbildung 1). Mit 85 % der Feldkapazität lag der höchste, festgesetzte obere Schwellenwert am Ende der Massephase („Bulking“) des Blütenwachstums (generative Phase, Woche 8). Dementsprechend fand die reguläre, tägliche Fertigation in der vorliegenden Studie im gesamten Anbauzyklus ohne Abflusswasser statt (kein Drain). Eine Ausnahme stellten die mit Beginn der generativen Phase in einem 7-Tageintervall durchgeführten Spül-Events dar. Diese wurden eingeführt, um eine Versalzung des Substrats zu vermeiden. Dabei wurden jeweils, unter Berücksichtigung des mittleren aktuellen Wassergehalts pro Topf, die rechnerisch notwendigen Aufwandmengen verabreicht, um das Substrat zu 100% aufzusättigen. Zusätzlich wurde jeweils ein Überschuss von 0,5 L addiert. In Kombination mit dem Durchflussvolumen der Ventile (4 l h^-1) lag der mittlere gravimetrische Wassergehalt pro topf im Anschluss jeweils bei ca. 92 %.

2.3 Beleuchtungs-Behandlungen (Versuchsfaktoren) und Versuchsaufbau

Um die Effekte von Under Canopy Lighting (UCL) auf Wachstum und Entwicklung von Cannabis sativa L. hinreichend bewerten zu können, wurden in der vorliegenden Studie 12 Lichtbehandlungen geprüft (vgl. Tabelle 4, 5 und 6). Um eine Aussage auf die Effektivität von UCL bei sich unterscheidenden Toplight-Intensitäten treffen zu können, wurde der Versuch in zwei Großgruppen unterteilt, die sich in ihrem kumulativen PPF-Wert auf Tischebene während der generativen Phase unterschieden. Diesbezüglich fanden PPF-Werte von 3386 µmol s^-1 (hoher Wert) sowie 2635 µmol s^-1 (mittlerer Wert) Anwendung, was auf den jeweiligen Kontrolltischen einer Toplight-Intensität (PPFD) von 1160 bzw. 903 (µmol m^-2 s^-1) entsprach. Im Verlauf der jeweiligen vegetativen Phase fand keine Unterscheidung der PPF-Werte auf Tischebene statt.

Innerhalb beider Großgruppen wurden jeweils die Auswirkungen von Änderungen der Lichtverteilung bei identischen PPF-Werten auf Tischebene überprüft. Dabei wurden jeweils sowohl der Etablierung-Zeitpunkt der Lichtverteilungsänderung als auch der jeweilige prozentuale Anteil der Under Canopy Leuchten am kumulativen PPF-Wert auf Tischebene als Versuchsfaktoren berücksichtigt. Hinsichtlich des Beitrags der Under Canopy Leuchten zum kumulierten PPF-Wert auf Tischebene wurden Werte von 15 bzw. 30 % festgesetzt. Beide geprüften Etablierung-Zeitpunkte (Tag 18 der vegetativen Phase bzw. „früh“ sowie Tag 13 der generativen Phase bzw. „spät“) wurden so gewählt, dass die Pflanzen sich noch in der Blattbildung- bzw. Blattentwicklung befanden. Oftmals wird UCL in kommerziellen Anlagen deutlich später (in Woche 4 oder 5 der generativen) Phase etabliert. Da zu diesem Zeitpunkt die Blattbildung/ das Blattwachstum sowie die Blütenbildung bereits abgeschlossen ist, müssen die (Schatten-)Blätter sowie Blüten im mittleren und unteren Bereich des Bestandes meist mit einem rot-lastigen Lichtspektrum via UCL beleuchtet werden, um einen positiven Effekt zu erzielen. Zu diesem Zeitpunkt könnten die entstandenen (Schatten-)Blätter (auch Zuckerblätter und Blüten) im mittleren bzw. unteren Bestandesbereich aufgrund ihrer Struktur (hohe spezifische Blattfläche, dünn) das grünlastige Lichtspektrum der Sanlight-Leuchten nicht effizient verarbeiten bzw. es würde eine Stressreaktion hervorgerufen werden. Bei richtigem Einsatz, bzw. frühzeitiger Anpassung der Blattstruktur hin zu Sonnen- bzw. Starklichtblättern (geringe spezifische Blattfläche, dick) wurde erwartet, dass das Sanlight-Spektrum überlegen ist, da Sonnenblätter, welche über ein rot-lastiges Spektrum beleuchtet werden, in Abhängigkeit der Strahlungsintensität, nicht ihr Maximum bzgl. der photosynthetischen Aktivität erreichen können. Generell gilt jedoch, dass die maximale mögliche Photosyntheserate von Sonnen-bzw. Starklichtblättern gegenüber der maximal möglichen Photosyntheserate von Schatten- bzw. Schwachlichtblättern um ca. 100% erhöht ist.

Um auch eine Einschätzung hinsichtlich möglicher Auswirkungen durch eine Steigerung der kumulierten Lichtmenge auf Tischebene mittels UCL zu bekommen, wurden zusätzlich zwei Behandlungen etabliert, welche die Steigerung der Lichtmenge um 30 % zum festgelegten frühen bzw. späten Etablierungszeitpunkt abbilden (vgl. Tabelle 4, 5 und 6).

Die Aufstellung bzw. Orientierung der Under Canopy Leuchten war auf den jeweiligen Tischen bzw. innerhalb der jeweiligen UCL-Behandlungen identisch. Eingesetzt wurden dabei jeweils vier Stixx 4-100 Leuchten (SANlight GmbH, Schruns, Österreich), um ausreichend Spielraum bzgl. der möglichen PPF-Werte je Tisch zu erreichen (vgl. Abbildung 2).

Behandlung (B)		Differenzierung relevanter B-Parameter ab Tag 18 des vegetativen Wachstums durch frühen Einsatz von Under Canopy Lighting (UCL)
Nr.	Beschreibung	EVO Toplight Tisch PPF (µmol s-1)	Dimmstufe EVO (%)	EVO Toplight PPFD (µmol m-2 s-1)	STIXX UCL Tisch PPF (µmol s-1)	Dimmstufe STIXX (%)	PPF ratio Top:Bottom (%:%)
Hoher kumulativer Tisch PPF (3386 bzw. 3426 µmol s-1 [B11 & B12]) in generativer Phase
1	Kontrolle	1445,7	39,5	520	–	0,0	100 : 0
2	Inklusive 15% UCL-früh	1228,8	33,6	442	216,2	21,3	85 :15
3	Inklusive 30% UCL-früh	1012,0	27,7	364	433,7	42,6	70 : 30
4	Inklusive 15% UCL-spät	1445,7	39,5	520	–	0,0	100 : 0
5	Inklusive 30% UCL-spät	1445,7	39,5	520	–	0,0	100 : 0
11	Zusätzlich 30% UCL-früh	1445,7	39,5	520	433,7	42,6	100 + 30
12	Zusätzlich 30% UCL-spät	1445,7	39,5	520	–	0,0	100 + 0
Mittlerer kumulativer Tisch PPF (2635,2 µmol s-1) in generativer Phase
6	Kontrolle	1445,7	39,5	520	–	0,0	100 : 0
7	Inklusive 15% UCL-früh	1228,8	33,6	442	216,2	21,3	85 :15
8	Inklusive 30% UCL-früh	1012,0	27,7	364	433,7	42,6	70 : 30
9	Inklusive 15% UCL-spät	1445,7	39,5	520	–	0,0	100 : 0
10	Inklusive 30% UCL-spät	1445,7	39,5	520	–	0,0	100 : 0

Tabelle 4: Differenzierung der angewandten Lichtintensitäten bzw. Dimmstufen von Toplight und UCL durch Etablierung von Under Canopy Lighting (UCL) bereits in der vegetativen Phase. Generell wird zwischen den Gruppen hoher bzw. mittlerer PPF-Wert auf Tischebene in der generativen Phase unterschieden. Die Gruppe bzgl. hohem PPF-Wert auf Tischebene beinhaltet sowohl Licht-Behandlungen, welche lediglich eine Änderung der Lichtverteilung mittels UCL abbilden (Behandlung 1-5) und folglich, verglichen mit der Kontrolle (Behandlung 1), eine identischer Wattzahl auf Tischebene aufweisen, als auch Licht-Behandlungen, die eine Steigerung der Lichtmenge auf Tischebene mittels UCL beinhalten (Behandlung 11&12) und somit eine Steigerung der Watt-Zahl gegenüber der Kontrolle (Behandlung 6) abbilden.

Behandlung (B)		Differenzierung relevanter B-Parameter ab Tag 1 des generativen Wachstums durch frühen Einsatz von Under Canopy Lighting (UCL)
Nr.	Beschreibung	EVO Toplight Tisch PPF (µmol s-1)	Dimmstufe EVO (%)	EVO Toplight PPFD (µmol m-2 s-1)	STIXX UCL Tisch PPF (µmol s-1)	Dimmstufe STIXX (%)	PPF ratio Top:Bottom (%:%)
Hoher kumulativer Tisch PPF (3386 bzw. 3426 µmol s-1 [B11 & B12]) in generativer Phase
1	Kontrolle	3386	92,5	1160	–	0,0	100 : 0
2	Inklusive 15% UCL-früh	2878	78,6	986	508	50	85 :15
3	Inklusive 30% UCL-früh	2370	64,7	812	1016	100	70 : 30
4	Inklusive 15% UCL-spät	3386	92,5	1160	–	0,0	100 : 0
5	Inklusive 30% UCL-spät	3386	92,5	1160	–	0,0	100 : 0
11	Zusätzlich 30% UCL-früh	2635	72,0	903	790	77,8	100 + 30
12	Zusätzlich 30% UCL-spät	2635	72,0	903	–	0,0	100 + 0
Mittlerer kumulativer Tisch PPF (2635 µmol s-1) in generativer Phase
6	Kontrolle	2635	72,0	903	–	0,0	100 : 0
7	Inklusive 15% UCL-früh	2240	61,2	767	395	38,9	85 :15
8	Inklusive 30% UCL-früh	1845	50,4	632	791	77,8	70 : 30
9	Inklusive 15% UCL-spät	2635	72,0	903	–	0,0	100 : 0
10	Inklusive 30% UCL-spät	2635	72,0	903	–	0,0	100 : 0

Tabelle 5: Differenzierung der angewandten Lichtintensitäten bzw. Dimmstufen von Toplight und UCL durch Etablierung von Under Canopy Lighting (UCL) bereits in der vegetativen Phase nach Umstellung auf eine Photoperiode von 12 h. Generell wird zwischen den Gruppen hoher bzw. mittlerer PPF-Wert auf Tischebene in der generativen Phase unterschieden. Die Gruppe bzgl. hohem PPF-Wert auf Tischebene beinhaltet sowohl Licht-Behandlungen, welche lediglich eine Änderung der Lichtverteilung mittels UCL abbilden (Behandlung 1-5) und folglich, verglichen mit der Kontrolle (Behandlung 1), eine identischer Wattzahl auf Tischebene aufweisen, als auch Licht-Behandlungen, die eine Steigerung der Lichtmenge auf Tischebene mittels UCL beinhalten (Behandlung 11&12) und somit eine Steigerung der Watt-Zahl gegenüber der Kontrolle (Behandlung 6) abbilden.

Behandlung (B)		Finale Differenzierung aller Behandlungen ab Tag 13 des generativen Wachstums durch Einsatz von Under Canopy Lighting (UCL)
Nr.	Beschreibung	EVO Toplight Tisch PPF (µmol s-1)	Dimmstufe EVO (%)	EVO Toplight PPFD (µmol m-2 s-1)	STIXX UCL Tisch PPF (µmol s-1)	Dimmstufe STIXX (%)	PPF ratio Top:Bottom (%:%)
Hoher kumulativer Tisch PPF (3386 bzw. 3426 µmol s-1 [B11 & B12]) in generativer Phase
1	Kontrolle	3386	92,5	1160	–	0,0	100 : 0
2	Inklusive 15% UCL-früh	2878	78,6	986	508	50	85 :15
3	Inklusive 30% UCL-früh	2370	64,7	812	1016	100	70 : 30
4	Inklusive 15% UCL-spät	2878	78,6	986	508	50	85 :15
5	Inklusive 30% UCL-spät	2370	64,7	812	1016	100	70 : 30
11	Zusätzlich 30% UCL-früh	2635	72,0	903	790	77,8	100 + 30
12	Zusätzlich 30% UCL-spät	2635	72,0	903	790	77,8	100 + 30
Mittlerer kumulativer Tisch PPF (2635 µmol s-1) in generativer Phase
6	Kontrolle	2635	72,0	903	–	0,0	100 : 0
7	Inklusive 15% UCL-früh	2240	61,2	767	395	38,9	85 :15
8	Inklusive 30% UCL-früh	1845	50,4	632	791	77,8	70 : 30
9	Inklusive 15% UCL-spät	2240	61,2	767	395	38,9	85 :15
10	Inklusive 30% UCL-spät	1845	50,4	632	791	77,8	70 : 30

Tabelle 6: Finale Differenzierung der Lichtintensitäten bzw. Dimmstufen von Toplight und Under Canopy Lighting (UCL) durch an Tag 13 des generativen Wachstums (spät) etablierte Lichtbehandlungen. Generell wird zwischen den Gruppen hoher bzw. mittlerer PPF-Wert auf Tischebene in der generativen Phase unterschieden. Die Gruppe bzgl. hohem PPF-Wert auf Tischebene beinhaltet sowohl Licht-Behandlungen, welche lediglich eine Änderung der Lichtverteilung mittels UCL abbilden (Behandlung 1-5) und folglich, verglichen mit der Kontrolle (Behandlung 1), eine identischer Wattzahl auf Tischebene aufweisen, als auch Licht-Behandlungen, die eine Steigerung der Lichtmenge auf Tischebene mittels UCL beinhalten (Behandlung 11&12) und somit eine Steigerung der Watt-Zahl gegenüber der Kontrolle (Behandlung 6) abbilden.

2.4 Ernte und Trocknung

Nach der Dauer des Anbauzyklus von insgesamt 99 Tagen (3 Tage pre-vegetative Entwicklungsphase, 21 Tage vegetative Entwicklungshase, 75 Tage generative Entwicklungsphase) wurden die Pflanzen aller Behandlungen geerntet. Dabei wurden die Pflanzen bodennah abgeschnitten und samt Blättern an Metallstangen aufgehangen, welche an CC Containern, ohne Regalböden (Container Centralen A/S, Odense, Dänemark) befestigt wurden. Anschließend erfolgte eine Lufttrocknung von 15 Tagen (vgl. Tabelle 7).

Trocknungstag	Trocknungskinetik
	Temperatur (°C)	Relative Luftfeuchtigkeit (%)
1-5	19	50
6-7	17	50
8-9	15	50
10-12	14	50
13-15	13	50

Tabelle 7: Trocknungskinetik der Lufttrocknung im UCL-Versuch.

Nach der Lufttrocknung fand das händische Entfernen und Fraktionieren der Blütenstände, sowie das anschließende Entfernen der Zuckerblätter statt. Dabei wurde jeweils eine generelle Einteilung der Blüten in hinsichtlich der oberen und unteren Pflanzenhälfte vorgenommen. Innerhalb dieser Gruppierung wurde zwischen endständigen Blüten der Haupttriebe (Top-Bud), der Seitentreibe (Branch Top Bud) sowie der normalen Seitentriebblüten (Branch Bud) vorgenommen. Bei allen Fraktionen wurde jeweils die Trockenmasse nach der Lufttrocknung erfasst.

Um den gesamten Ernteindex (Harvest Index) der Pflanzen sowie die Schüttdichte der Blüten bestimmen zu können, wurden aus allen Blüten-Fraktionen sowie der Fraktion der Restpflanze (Stängel + Blatt) behandlungs-bzw. Tischspezifische Trockensubstanzproben von je ca. 100 g entnommen (Mischprobe aus allen Pflanzen je Tisch) und bei 105 °C bis zur Gewichtskonstanz getrocknet und Zurückgewogen. Die errechneten, prozentualen Trockensubstanz-Anteile fanden im weiteren Verlauf ebenfalls bei der Umrechnung des Blütenertrags auf eine Restfeuchte von 12% in der Trockenmasse Verwendung.

3. Ergebnisse im direkten Vergleich

Für die bessere Übersicht steht jede Kenngröße in drei direkt vergleichbaren Diagrammen nebeneinander: mittlerer PPF (900 PPFD), hoher PPF (1160 PPFD) und die zusätzliche Lichtmenge per UCL. So sieht man auf einen Blick, wie Under-Canopy-Lighting bei unterschiedlicher Toplight-Intensität wirkt. Zum Vergrößern auf ein Diagramm klicken.

3.1 Transpiration – tägliche Evapotranspiration

Mittlere tägliche Wasserabgabe (L pro Pflanze) über den Anbauzyklus – links mittlerer, rechts hoher Tisch-PPF.

3.2 Höhenwachstum – Wuchshöhe

Wuchshöhe (cm) über die Tage nach Vegetationsbeginn im direkten Vergleich der beiden Toplight-Intensitäten.

3.3 Blütenertrag je Pflanze

Trockenmasse der Blüten je Pflanze (g, bei 12 % Restfeuchte).

3.4 Flächenertrag – Ertrag je m²

Trockenmasse der Blüten je Fläche (g/m², bei 12 % Restfeuchte) – der praxisrelevante Ertrag pro Anbaufläche.

3.5 Ernteindex (Harvest Index)

Anteil der Blüten am gesamten oberirdischen Trockengewicht.

3.6 Schüttdichte der unteren Blüten

Schüttdichte der Seitentriebblüten (Branch Buds) der unteren Pflanzenhälfte (g/L) – ein Qualitätsmaß für die Bestandsunterseite.

3.7 Anteil der Blütenfraktionen am Gesamtertrag

Verteilung des Ertrags auf die einzelnen Blütenfraktionen.

Wer Cannabis möglichst nachhaltig und naturnah anbauen will, kommt an Living Soil kaum vorbei. Doch was hat es damit auf sich, und warum schwören immer mehr Indoor-Grower darauf?

Living Soil ist mehr als ein Trend, es ist eine Rückkehr zu den Wurzeln des Pflanzenbaus. Während die Cannabis-Industrie jahrzehntelang auf vermeintlich maximale Kontrolle und Erträge durch Hydroponik, synthetische Dünger und sterile Substrate gesetzt hat, wächst seit einiger Zeit die Gegenbewegung: Grower, die dem Boden vertrauen. Die Idee ist simpel und gleichzeitig komplex: Ein lebendiges Substrat voller Mikroorganismen, Pilzfäden und Kleinstlebewesen, das die Pflanze von selbst ernährt, schützt und stärkt.

Im Indoor-Bereich bringt Living Soil besondere Herausforderungen mit sich, denn hier fehlt der natürliche Regen, das Sonnenlicht und das gewachsene Bodenprofil. Doch mit dem richtigen Wissen lässt sich ein funktionierendes Miniatur-Ökosystem in jedem Growzelt und jeder Halle aufbauen.

1. Was ist Living Soil überhaupt?

Living Soil ist ein biologisch aktives Substrat, das mit Mikroorganismen, Pilzen, Bakterien, Protozoen, Nematoden und anderen Kleinstlebewesen besiedelt ist. Diese Lebewesen bilden gemeinsam ein Nahrungsnetz, das sogenannte Soil Food Web, das Nährstoffe aufschließt, Schadstoffe abbaut und sie der Pflanze bedarfsgerecht zur Verfügung stellt.

Die Pflanze ist dabei kein passiver Empfänger: Über ihre Wurzeln gibt sie gezielt Zuckerstoffe (Exsudate) ab, um bestimmte Mikroben anzulocken, die ihr gerade benötigte Nährstoffe liefern können. Dieses aktive Kommunikationssystem ist der Kern von Living Soil und der Grund, warum Pflanzen in lebendigem Substrat oft robuster, aromatischer und widerstandsfähiger gegen Stress sind als in sterilen Systemen.

2. Der Unterschied zu herkömmlicher Erde

Klassische torfbasierte Blumenerde oder Kokos-Substrat ist weitgehend inert, ein neutrales Trägermedium, dem von außen Nährstoffe zugeführt werden müssen. Der Grower übernimmt dabei die komplette Steuerung: EC-Werte messen, Dünger mischen, pH justieren, drain kontrollieren. Das bietet richtig gemacht Präzision, erfordert aber auch konstanten Aufwand und tiefes Verständnis der Pflanzernährung.

Living Soil hingegen ist selbstversorgend und regenerierend. Die Erde übernimmt die Regulierung, der Grower gibt die äußeren Rahmenbedingungen vor. Das bedeutet deutlich weniger tägliche Eingriffe.

Ein weiterer entscheidender Unterschied: das Aromaprofil und die Wirkung. Viele erfahrene Konsumenten berichten, dass Living-Soil-Cannabis eine tiefere Terpen-Komplexität aufweist. Dies hat auch der Vergleichsgrow organisch vs. mineralisch in der Clubbox von Sanlight unter Beweis gestellt. Auch in Bezug auf die THC-Konzentration lag die organische Seite dort recht deutlich vor der mineralischen. Ein Effekt, der auf die mikrobielle Vielfalt im Substrat zurückgeführt werden kann.

3. Topfgröße & Containerauswahl

Im Living Soil gilt eine einfache Grundregel: Je größer der Topf, desto stabiler das Ökosystem. Ein kleines Topfvolumen bedeutet starke Schwankungen im Feuchtigkeitshaushalt und beinhaltet, in Kombination mit gestörter Mikrobiologie, das Risiko von frühen Nährstoffmängeln. Empfohlen werden oft mindestens 20 Liter pro Pflanze – viele erfahrene Grower setzen auf 50 Liter oder mehr, besonders für lange Wachstumsphasen oder für no-till Anbau.

Immer größerer Beliebtheit erfreuen sich hierfür sogenannte raised beds. Dabei handelt es sich um spezielle Hochbeete für den Indoor-Anbau mit living soil. Das Volumen dieser Beete startet bei 100 Litern und geht oft bis zu 1000 Litern pro Beet. Perfekte Voraussetzungen für ein gesundes, reichhaltiges Mikrobiom.

4. Wässern ist die Königsdisziplin

Wässern im Living Soil gilt als eine Kunst für sich, die häufigste Fehlerquelle bei Einsteigern und doch gar nicht so kompliziert. Zu viel Wasser zerstört die aerobe Bodenstruktur, verdrängt Sauerstoff und tötet die Mikroben, auf die das gesamte System aufbaut. Zu wenig trocknet das Ökosystem aus. Der klassische Fingertest (oberste 2–3 cm trocken?) funktioniert als Einstieg, stößt aber bei größeren Töpfen oder professionellen Setups schnell an seine Grenzen.

Hier kommen Tensiometer ins Spiel: Diese Bodenfeuchtesensoren messen den Saugspannungsdruck im Substrat in der Einheit Millibar (mbar) und geben objektiv die Kraft an, die die Wurzeln aufbringen müssen, um an Wasser zu kommen. Für Living Soil empfiehlt sich ein Zielbereich von etwa 100 -150mbar, je nach Wachstumsstadium. Feucht genug für aktives Mikrobiom, trocken genug für gute Belüftung. Tensiometer werden direkt in die Wurzelzone gesteckt (etwa 10–15 cm Tiefe, je nach Topfvolumen) und liefern in Echtzeit verlässliche Messwerte. Auch eine Messung des volumetrischen Wassergehalts ist eine Option zum Tensiometer.

Das Ergebnis in beiden Fällen: präzises, stressfreies Wässern ohne tägliche manuelle Kontrolle und ein Living Soil, das dauerhaft im optimalen Feuchtefenster bleibt.

5. Mulchen für ein gesundes Mikroklima

Eine Mulchschicht auf der Substratoberfläche ist im Living Soil kein optionales Extra, sie ist ein funktionaler Bestandteil des Systems. Geeignet ist fast jedes organische Material wie z.B. Hanfschäben, Stroh, Holzhäcksel oder die Bio Faser von Sonnenerde. Die Schicht sollte etwa 2–4 cm dick sein und die gesamte Oberfläche bedecken.

Die Funktionen sind vielfältig: Mulch schützt das empfindliche Bodenleben in der oberen Bodenschicht vor Schäden durch die direkte Einstrahlung von LED-Lampen, reduziert die Verdunstung erheblich, verteilt das Gießwasser gleichmäßig im Topf, puffert Temperaturschwankungen im Topf und stellt langfristig je nach Material Nährstoffe zur Verfügung. Mulch ist damit gleichzeitig Sonnenschutz, Klimaanlage, Feuchtigkeitsspeicher und Dünger. Manche Grower setzen auch auf lebendigen Mulch in Form von sogenannter „Cover-crop“. Gerne wird dafür Klee wegen seiner N-bindenden Eigenschaft (Leguminose) eingesetzt. Mögliche Nachteile können durch pflegeintensive covercrops oder durch sie eingeschleppte/angezogene Schädlinge/Krankheiten sein. Es gilt immer abzuwägen, was für das jeweilige Setup am besten geeignet ist.

6. Living Soil auch im kommerziellen Setup?

Lange galt Living Soil als reine Homegrow-Methode, zu langsam, zu unberechenbar, zu schwer zu skalieren. Doch das ändert sich spürbar. Kommerzielle (auch medizinische) Produzenten in Nordamerika, den Niederlanden und mittlerweile auch in Form von Cannabis Social Clubs in Deutschland setzen entweder auf großformatige No-Till-Beete oder große Töpfe mit Living Soil.

Die wirtschaftlichen Argumente sind überzeugend: Der Wegfall von Flüssigdüngern, geringerer Wasserverbrauch durch bessere Wasserspeicherung im lebenden Boden, reduzierter Substratverbrauch und fehlende Entsorgungskosten senken die laufenden Betriebskosten erheblich. Dazu kommt die Marktpositionierung: Cannabis aus Living Soil wird zunehmend als Premium-Segment wahrgenommen und erzielt in regulierten Märkten oft höhere Preise. Für ambitionierte Craft-Produzenten ist Living Soil eine ernstzunehmende und zukunftsfähige Methode.

7. Living Soil ist mehrfach nutzbar

Einer der überzeugendsten Vorteile von Living Soil: Das Substrat muss nach der Ernte nicht entsorgt werden. Im Gegenteil – gut gepflegtes Living Soil wird von Run zu Run besser.

Beim no-till Anbau in großen Töpfen oder raised beds bleiben nach der Ernte die alten Wurzeln im Boden: Sie dienen dem Bodenleben als Nahrungsquelle und werden von Pilzen und Bakterien zersetzt, was zusätzliche Nährstoffe freisetzt. Anschließend kann je nach Bedarf nährstoffreiches organisches Material in Form von z.B. Wurmhumus, Kompost, oder verschiedene organische Feststoffdünger (Ammendments) oberflächlich eingearbeitet werden.

Der Recycling-Prozess beim Anbau im Topf ist ebenso unkompliziert: Substrat auflockern, grobe Wurzelreste entfernen organisches Material, frische Erde oder Feststoffdünger einarbeiten, fertig.

Wichtig ist in jedem Fall, seine Pflanzen gut im Blick zu behalten, um im Zweifelsfall reagieren und organisch gegensteuern zu können.

Fazit

Living Soil im Indoor-Bereich ist kein Selbstläufer, aber es ist sehr nah dran und eine der lohnendsten Methoden, die Cannabis-Anbau zu bieten hat. Wer bereit ist, zu verstehen, statt nur zu kontrollieren, wird mit Pflanzen belohnt, die von innen heraus stark sind: bessere Aromen, komplexeres Terpenprofil, natürliche Resilienz und ein Substrat, das mit jeder Ernte wertvoller wird.

Der Einstieg braucht etwas Planung, Grundinteresse, die richtigen Materialien und manchmal etwas Geduld. Doch wenn das System läuft, spürt man den Unterschied. Man gießt weniger und greift insgesamt nur noch selten ein. Der Boden arbeitet. Und genau das ist die Philosophie hinter Living Soil: Man züchtet nicht die Pflanze, man züchtet einen gesunden Boden, der die Pflanze großzieht.

Quelle: Sanlight Blog

Ein vergleichender Versuch zwischen lebendiger Erde (Living Soil) und mineralischer Düngung.

Motivation

Während viele Grower über mineralischen Dünger Ihren Pflanzen Nährstoffe zur Verfügung stellen, wächst die Community um Living Soil in den letzten Jahren stark. Viele Mythen und Behauptungen werden in unterschiedlichsten Medien geteilt und diskutiert. Untersuchungen anhand von Vergleichsstudien sind jedoch rar oder schlichtweg nicht vorhanden.

Neben hochwertigen LED Leuchten für die Kultivierung von Pflanzen, vergrößert sich das Produktportfolio der SANlight GmbH ständig. Seit 2025 vertreibt die SANlight GmbH mineralischen Dünger des amerikanischen Herstellers Hydroponic Research und ist überzeugt, dass diese Produkte einen Mehrwert für den Anwender schaffen. Bevor diese mineralische Düngelinie den Weg in das SANlight Produktsortiment schaffte wurden mehrere empirische Untersuchungen durchgeführt um die Wirksamkeit des Produkts zu belegen und um Kunden künftig bestmöglichen Support anbieten zu können.

In etlichen Beratungsgesprächen, Seminaren und Betriebsführungen werden wir immer wieder mit derselben Fragestellung konfrontiert.

• Was hält SANlight von Living Soil und/oder dem organischen Weg der Pflanzenzucht?
• Können mit Living Soil die selben Erträge erreicht werden wie mit konventionellen mineralischen Düngern?
• Was sind die Vor und Nachteile der jeweiligen Kultivierungsmethode?

Bei der Beantwortung der oben genannten Fragen konnten wir bedingt auf unseren internen Wissenspool zurückgreifen. Unsere eigene Datenlage zu diesem Thema war gering. So konnten wir nur persönliche Erfahrungen von uns und unseren Kunden teilen. Das hat uns veranlasst einen eigenen Versuch in unserer Anbauzellen – der HOMEbox CLUB 18 – durchzuführen.

Definition

Living Soil oder organische Erde

Living Soil ist kein wissenschaftlich definierter Begriff und kann dadurch unterschiedlich interpretiert werden. Generell wird darunter der Anbau von Pflanzen in lebendigem Boden beschrieben.

Die Idee ist es Pflanzen, Makroorganismen (Würmer, Arthropoden) sowie Microorganismen (Bakterien, Pilze, etc.) zu nutzen um pflanzenverfügbare Nährstoffe zur Verfügung zu stellen. Dabei entsteht die Nährstoffverfügbarkeit überwiegend durch den Stoffwechsel dieser Organismen, und nicht durch das Zuführen von direkt verfügbaren, Nährstoffen. Das österreichische Unternehmen „Sonnenerde“ stellt torffreie Erden mit einem hohen Anteil an unterschiedlichen Komposten her, welche auf deren Webpage als lebendige Erden (Living Soil) bezeichnet werden. Bei der Herstellung werden unterschiedliche, selbst hergestellte, Komposte verwendet, welche die Erde lebendig machen.

Der Kunde erhält ein torffreies Substrat, welches zudem aktivierte Pflanzenkohle als Nährstoffpuffer enthält. Die ebenfalls im eigenen Werk produzierte Pflanzenkohle wird beim Kompostierungsprozess mit Nährstoffen angereichert. Das Substrat ist somit schon vorab mit Nährstoffen angereichert. Weitere Nährstoffe werden über Zersetzungsprozesse etc. während der Kultivierung bereitgestellt. In der Praxis werden in der Indoor Kultivierung oft Beete verwendet um das Substrat Volumen, welches den Pflanzen sowie den Micro und Macro Organismen zur Verfügung steht zu maximieren.

Desto größer das Volumen des Erdreichs desto mehr Nährstoffe können der Pflanze zur Verfügung gestellt werden. Auf den Einsatz von zusätzlichen Nährstoffen kann grundsätzlich verzichtet werden sofern die Micro und Makroorganismen in genügender Anzahl vorhanden sind, und diese ausreichend Nährstoffe für Ihren eigenen Stoffwechsel im Substrat vorfinden. Somit kann living soil über lange Zeiträume verwendet werden, sofern dafür gesorgt wird dass das Boden-Leben nicht abstirbt.

Viele Grower kritisieren, dass es sich bei fertig Erden welche in kleine Töpfe gefüllt werden nicht um das Living Soil Konzept handelt. Laut Recherchen handelt es sich um Living Soil wenn folgende Punkte erfüllt sind.

• Auf mikrobieller Ebene mineralisieren Bakterien und Pilze organische Substanz und machen Nährstoffe für die Pflanze pflanzenverfügbar.
• Es werden keine direkt verfügbaren Nährstoffe während des Kultivierungsprozesses von außen zugefügt.
• Organische Substanz Humus, Kompost und pflanzliche Rückstände dienen als Energiequelle für das mikrobielle Leben und als Nährstoffspeicher.
• Pflanze–Mikrobiom-Interaktion Pflanzenwurzeln scheiden gezielt Exsudate (Zucker, Aminosäuren, Säuren) aus, um bestimmte Mikroorganismen anzulocken –  dadurch steuert die Pflanze aktiv ihre Rhizosphären-Gemeinschaft.

Alle oben genannten Punkte sind aus unserer Sicht erfüllt womit die Bio Hanferde in Kombination mit Mulch als Living Soil bezeichnet werden kann.

Die Grundidee des Versuchs

Die Grundidee des Versuches ist es Daten zu generieren welche einen Vergleich der unterschiedlichen Anbaumethoden zulassen. Die Fragestellungen sind wie folgt.

• Ist es möglich Pflanzen in 18l Töpfen, gefüllt mit Bio Hanferde (laut Hersteller lebendige Erde), bis zur Erntereife zu kultivieren, ohne zusätzliche Nährstoffe hinzuzufügen.
• Wie groß sind die Unterschiede bei Verwendung dieser Erde ohne zusätzliche Nährstoffgabe und klassisch mineralischem Anbau beim Ertrag.
• Gibt es qualitative Unterschiede des Endprodukts zwischen diesen zwei Methoden.

Topf mit Erde füllen – Wasser gießen – Ernten

Einer der großen Vorteile von Living Soil sehen wir in der Einfachheit der Kultivierung. Theoretisch und laut Aussagen diverser Hersteller ist es möglich Pflanzen in einem Topf gefüllt mit lebendiger Erde zu kultivieren, indem ausschließlich Wasser gegossen wird. Bei der verwendeten Bio Hanferde sind alle Nährstoffe sind bereits vorhanden und/oder werden mittelfristig von Microorganismen bereit gestellt. Dadurch entsteht der Vorteil der Einfachheit des Systems, da die Wasserzufuhr durch Verwendung geeigneter Gießsysteme recht einfach automatisiert werden kann. Zudem besteht keine Gefahr von falscher Düngerdosierung oder Ähnlichem. Die Verwendung von Beeten mit sehr großen Volumen wird in diesem Versuch nicht betrachtet, da wir dies für eine Vielzahl von potentiellen Anwendern als wenig praktikabel erachten.

Sofern es möglich wäre, einen Topf mit Erde zu füllen, Wasser zu gießen und am Ende einen ausreichenden Ertrag zu ernten wäre dies wahrscheinlich der einfachste Weg sich selbst mit Blüten zu versorgen.

Versuchsaufbau

Ziel des Versuchs ist es möglichst praxisnah den organischen Anbau bei dem ausschließlich Wasser gegossen wird mit dem herkömmlichen Anbau mit mineralischen Dünger zu vergleichen. Der Versuch wird in einem geschlossenem System (HOMEbox CLUB 18) durchgeführt in dem alle wachstumsrelevanten Parameter wie Temperatur, Luftfeuchtigkeit, Licht etc. kontrolliert werden können. Der Raum mit einer Netto Anbaufläche von 14m² ist in zwei Seiten mit jeweils 7m² Tischfläche aufgeteilt.

• Anbauraum:
  Homebox Club 18 (CEA System mit vollständiger Klimaführung)
  14m² gesamte Anbaufläche
  2 Tische mit jeweils 7m²
• Bewässerung:
  Bewässerung über separiertes Tropfbewässerungssystem
  Netafim PC-CNL Tropfer 4l/h druckkompensiert
  Netafim Netbow Tropfbogen 12cm
• Bepflanzung:
  feminisierte Samen Meatgrinder der Samenbank Grateful Seeds
  72 Samenpflanzen

Dünger mineralisch
Hydroponic Research VBX clean
Hydroponic Research Shine clean

Kultursubstrat und Töpfe organisch/Living Soil
32 Töpfe á 18l
Bio Hanferde von Sonnenerde
Bio Faser von Sonnenerde als Mulch

Kultursubstrat und Töpfe mineralisch
32 Töpfe á 11l
Canna Terra Professional Plus

Richtiges Gießen und Full Water Holding Capacity

Befüllen – Bepflanzung – Angießen

Unterschiedliche Substrate verlangen nach unterschiedlicher Vorbereitung.

Je nach Hersteller und Produkt nimmt jedes Substrat unterschiedliche Mengen an Wasser/Nährlösung auf uns hält diese unterschiedlich stark zurück. Für jeden Züchter ist es hilfreich zu wissen wie viel Wasser/Nährlösung das Substrat maximal aufnehmen kann. Daraus können ideale Gießmengen anhand des Topfgewichts abgeleitet werden. Somit kann die Bewässerung gut gesteuert werden und ein Über- oder Unter-wässern wird zuverlässig verhindert.

Für das Substrat CANNA Terra Professional Plus haben wir die Werte in einem 11l Topf ermittelt.

Richtiges Gießen mit CANNA Terra Professional Plus

Ein voll gefüllter 11l Topf welcher vollständig mit Wasser gesättigt ist wiegt 7,66kg. (inkl. 300g Gewicht des Topfs)

• Für den Start von Jungpflanzen in diesem Substrat empfehlen wir eine Sättigung von 75%.
  – Während des Kulturzyklus sollte die Sättigung zwischen 50% und 75% schwingen.
  – Erst bei Erreichen der 50% Marke soll wieder auf 75% aufgegossen werden.
• Experten können diese Werte unter/überschreiten um Ihre Pflanzen entsprechend zu steuern.
• Der von uns ermittelte Welke-Punkt (abhängig vom VPD) liegt je nach Phase bei ca.
  – 39% in der vegetativen Phase
  – 45% in der generativen Phase

Richtiges Gießen bei Bio Hanferde von Sonnenerde

Durch die torffreie Beschaffenheit der Bio Hanferde ist diese Erde sehr schwer, und neigt zur Versumpfung. Darum ist besonders darauf zu achten das Substrat nicht zu überwässern. Wir empfehlen zum Start die Erde mit 15% des Topfvolumens zu bewässern. Dies entspricht bei einem 18l Topf 2,7l Wasser bzw. 2,7kg. Bisher konnten wir den Welkepunkt nicht konkret ermitteln. Wir empfehlen die Erde erneut zu bewässern sobald ca. 1l Wasser transpiriert sind. Unten das konkreten Beispiel.

• Ein voll gefüllter 18l Topf mit Bio Hanferde wiegt 11kg, inkl. dem Topf (leerer Topf = 0,48kg).
• Wird dieser mit 15%, also 2,7l Wasser bewässert steigt das Gewicht auf 13,7kg.
• Erst nach dem erreichen von 12,7kg soll der Topf wieder auf 13,7kg aufgegossen werde

Mineralisch gedüngte Gruppe

Vorbehandlung des Substrats

Um potentiell vorhandene Sporen, Schädlinge oder Schädlingseier abzutöten wird das Substrat für ca. 45min bei 80°C gedämpft. Im nächsten Schritt wird die Erde aufgelockert.

Befüllen der Töpfe

Die Töpfe wurden mit 5l Substrat befüllt welches anschließend mit einem Stempel komprimiert wurde. Danach werden weitere 5l eingefüllt und verdichtet. Erst im letzten Schritt wird der Topf randvoll mit Erde befüllt. Nun wird die Erde bis zu einem Sättigungsgrad von 75% über mehrere Stunden in kleinen Dosen angegossen. Dabei wird PH angepasstes Wassre verwendet. Abschließen wird die jungen Pflanzen inkl. des Bewurzelung-Keil in die Erde getopft.

Organische/Living Soil Gruppe

Vorbehandlung des Substrats

Da es sich bei Bio Hanf Erde um eine lebendiges Substrat handelt wird auf die Erhitzung verzichtet um das Bodenleben nicht zu zerstören.

Befüllen der Töpfe

Die Töpfe werden bis ca. 2cm unter dem Topfrand mit Erde befüllt. Durch mehrmaliges „Klopfen des Topfs“ auf den Boden wird die Erde leicht verdichtet. Abschließend wird die Erde 2cm hoch mit Bio Faser bedeckt (gemulcht). Die oben liegende Bio Faser hilft das Gießwasser gleichmäßiger zu verteilen und schützt vor dem Austrocknen der obersten Erdschichten. Durch den biologischen Zerfall des Mulchs wird die Erde kontinuierlich mit weiteren Nährstoffen versorgt. Abschließen wird die jungen Pflanzen inkl. des Bewurzelung-Keil in die Erde getopft.

Growtagebuch

Im untenstehenden Dropdownmenü findet ihr eine detailierte Liste mit allen relevanten Informationen über den gesamten Grow. Alle angegebenen VPD-Werte beziehen sich auf ein Delta von -2°C Blatttemperatur.

Woche 1 – Keimung

Woche 1 – Keimung

In den ersten 7 Tagen nach der Bepflanzung, wurden folgende Zielwerte eingehalten. Da die Pflanzen extrem jung waren wurden verhältnismäßig niedrige VPD Werte (hohe relative Luftfeuchtigkeit) eingehalten. Bei beiden Versuchsgruppen war ein gießen in der ersten Woche nicht nötig.

Zielwerte:

Tag	1	2	3	4	5	6	7
Belichtungsdauer [h]	18	18	18	18	18	18	18
Temperatur Tag [°C]	24	24	24	24	24	24	24
rH Tag [%]	75	75	73	70	70	70	70
VPD Tag [kPa]	0,41	0,41	0,47	0,56	0,56	0,56	0,56
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	70	70	68	65	65	65	65
Dimmung [%]	30	30	30	30	30	30	30
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	250	250	250	250	250	250	250
Gießmenge Mineralisch [l]
Gießmenge organisch [l]
VBX [g/l]0
Shine [g/l]
EC/PH
Bemerkung	Pflanzen wurden in der ersten Woche nicht gegossen.

Woche 2 – Topfen

Die Pflanzen wurden zu Testzwecken außergewöhnlich früh in die End-Töpfe getopft. Dadurch sollte ermittelt werden, ob Samen potentiell direkt in der Bio Hanferde gekeimt werden können.

• 5 Pflanzen welche in ihren ersten Tagen in Bio Hanferde getopft wurden, sind während der ersten Woche ausgefallen.
• 1 Pflanze auf CANNA Terra Professional Plus ist während der ersten Woche ausgefallen.

Die ausgefallenen Jungpflanzen wurden durch Reserve-Pflanzen welche separat vorgezogen wurden ersetzt.

Generell empfehlen wir das Keimen von Samen in Bewurzelung-Keilen oder Anzuchterde durchzuführen. Erst nach der Ausbildung der ersten echten (gezackten) Blätter sollen die Pflanzen in den finalen Topf gesetzt werden.

Wie auf dem Bild ersichtlich haben sich die Pflanzen in Sonnenerde deutlich langsamer entwickelt.

Tag	8	9	10	11	12	13	14
Belichtungsdauer [h]	18	18	18	18	18	18	18
Temperatur Tag [°C]	24	24	24	24	24	24	24
rH Tag [%]	70	70	70	70	70	70	70
VPD Tag [kPa]	0,56	0,56	0,56	0,56	0,56	0,56	0,56
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	65	65	65	65	65	65	65
Dimmung [%]	35	35	35	35	35	35	35
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	280	280	280	280	280	280	280
Gießmenge Mineralisch [l]	0	0	0,5	0	0	0	0
Gießmenge Organisch [l]
VBX [g/l]0	0	0	0,8	0	0	0	0
Shine [g/l]
EC/PH
Bemerkung	Pflanzen wurden nur auf der mineralischen Seite 1 mal von Hand gegossen.

Woche 3 – Giess-System installieren

In der dritten Woche wurde das Giesssystem installiert. Während in Woche 1-2 nur ein mal von Hand gegossen wurde, verlangten die Pflanzen ab der dritten Woche mehr Wasser bzw. Nährlösung und konnten erstmals über die Gießanlage versorgt werden. Nach wie vor hatten die Pflanzen in der Bio Hanferde einen Entwicklungsrückstand. Jedoch waren nun auch dort genügend Wurzeln vorhanden um die Temperatur leicht zu erhöhen und die Luftfeuchtigkeit zu senken um die Transpiration anzuregen. Auch die Lichtintensität wurde in dieser Woche auf 360µmol/m2/s erhöht.

Zielwerte:

Tag	15	16	17	18	19	20	21
Belichtungsdauer [h]	18	18	18	18	18	18	18
Temperatur Tag [°C]	24	24	24	24	24	25	25
rH Tag [%]	70	70	70	70	70	65	65
VPD Tag [kPa]	0,56	0,56	0,56	0,56	0,56	0,75	0,75
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	65	65	65	65	65	60	60
Dimmung [%]	40	40	40	40	40	50	50
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	315	315	315	315	315	360	360
Gießmenge mineralisch [l]	0,5				1
Gießmenge organisch [l]	1
VBX [g/l]	0,8				0,8
Shine [g/l]
EC/PH	0,8/6,2				0,8/6,2
Bemerkung	manuell gesteuertes Gießen über die Giessanlage

Woche 4 – vegetative Phase

Die Pflanzen entwickelten sich problemlos auf beiden Seiten. Die Pflanzen welche mit Hydroponic Research Dünger versorgt wurden, waren in dieser Woche bereit für die Blüte. Jedoch waren die Pflanzen auf Sonnenerde noch nicht soweit. Darum wurde entschieden die vegetative Phase zu verlängern. Die langsamere Entwicklung der Pflanzen in der Bio Hanferde konnte auch am Transpirationsverhalten beobachtet werden. Während die mineralisch gedüngten Pflanzen in dieser Woche 3,74l Nährlösung konsumierten, transpirierten die Pflanzen in Living Soil nur 0,53l während der selben Zeit. Jedoch waren beide Versuchsgruppen gut genug entwickelt um den VPD Wert deutlich zu erhöhen. Die Belichtung wurde in dieser Woche auf die maximale Belichtungsintensität (66%) für die vegetative Phase gestellt. Wir empfehlen die Belichtung in der vegetativen Phase nie höher als 66% der maximalen Intensität zu stellen. Damit bei der Blüteinduktion und die damit einhergehende Reduktion der Tageslänge keinen verkleinernden Effekt auf den DLI hat.

Zielwerte:

Tag	22	23	24	25	26	27	28
Belichtungsdauer [h]	18	18	18	18	18	18	18
Temperatur Tag [°C]	26	26	26	26	26	26	26
rH Tag [%]	60	60	60	60	55	55	55
VPD Tag [kPa]	0,97	0,97	0,97	0,97	1,14	1,14	1,14
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	55	55	55	55	50	50	50
Dimmung [%]	50	50	50	50	66	66	66
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	360	360	360	360	500	500	500
Gießmenge mineralisch [l]	1,07		1,07			1,07	0,53
Gießmenge organisch[l]						0,53
VBX [g/l]	1,25		1,25			1,25	1,25
Shine [g/l]
EC/PH	1/6,1		1/6,1			1/6,1	1/6,1
Bemerkung	Manuel gesteuertes Gießen über die Giessanlage

Woche 5 – Einleitung der Blütephase

Nach 30 Tagen in der vegetativen Phase wurde die Blüte eingeleitet. Mit der Umstellung auf 12h Belichtungszeit wurde zeitgleich die Belichtungsintensität auf 100% erhöht. Da der Abstand von Leuchte zu Pflanze noch recht groß war entspricht dies nicht dem maximal erreichbaren PPFD in diesem Set Up. Durch das Höhenwachstum der Pflanzen verringert sich in den kommenden Tagen der Abstand zur SANlight EVO 5-150 womit der PPFD kontinuierlich steigt. Ebenfalls wurde am Tag der Zeit-Umstellung die Temperatur angehoben und die relative Luftfeuchtigkeit auf 50% verringert.

Die Gruppe der mineralisch gedüngten Pflanzen wurde an Tag 30 und 32 großzügig gegossen um unterschiedliche Transpirationsleistungen der Einzelpflanzen auszugleichen.

Zielwerte:

Tag	29	30	31	32	33	34	35
Belichtungsdauer [h]	18	18	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	26	26	28	28	28	28	28
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,3	1,3	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	66	66	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	510	520	520	710	720	720	720
Gießmenge mineralisch [l]		2,67		2,67	0,53	1,6	1,4
Gießmenge organisch [l]				0,2	1,33	0,67	0,53
VBX [g/l]		1,25		1,25	1,6	1,6	1,6
Shine [g/l]
EC/PH		1,1/6,1		1,1/6,1	1,6/6,1	1,4/6,1	1,4/6,1
Bemerkung	manuell gesteuertes Giessen über die Giessanlage

Woche 6 – Beginn der Stretch Phase

Wie auf unten stehenden Bildern ersichtlich haben die Pflanzen in der Bio Hanferde deutlich aufgeholt. Schnelles Höhenwachstum (Stretch) hat eingesetzt. Im Durchschnitt sind beide Versuchsgruppen gleich hoch.

Zielwerte:

Tag	36	37	38	39	40	41	42
Belichtungsdauer [h]	12	12	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	28	28	28	28	28	28	28
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	100	100	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	720	720	740	740	760	760	770
Gießmenge mineralisch [l]	1,6	1,6	4	1,67	1,67	1,67	2,13
Gießmenge organisch [l]	0,53	1,07	1,07	1,07	1,07	1,20	1,40
VBX [g/l]	1,6	1,6	1,7	1,7	1,7	1,8	1,8
Shine [g/l]	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35
EC/PH	1,6/6	1,6/6	1,7/5,8	1,7/5,9	1,7/5,9	1,8/5,6	1,8/5,6
Bemerkung

Woche 7 – Stretch Phase

In dieser Woche wurden die ersten Blütenansätze bei beiden Versuchsgruppen zeitgleich sichtbar. Am Tag 49 (Blütetag 19) wurden darum einige der unteren Triebe, sowie unten liegende Blätter bei beiden Gruppen entfernt. Das Höhenwachstum hatte sich in den letzten Wochentagen stark verlangsamt.

Zielwerte:

Tag	43	44	45	46	47	48	49
Belichtungsdauer [h]	12	12	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	28	28	28	28	28	28	28
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	100	100	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	820	820	840	840	840	880	880
Gießmenge mineralisch [l]	2	2,2	2,27	2,27	2,27	2,27	2,27
Gießmenge organisch [l]	1,6	0	1,67	1,67	1,67	1,67	1,67
VBX [g/l]	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8
Shine [g/l]	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35
EC/PH	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8
Bemerkung

Das Transpirationsverhalten war immer noch unterschiedlich, was sich durch die sichtbar geringere Biomasse der Gruppe Bio Hanferde zurückführen lässt. Die nachfolgende Abbildung zeigt das Transpirationsverhalten, sowie die Bewässerungsintervalle über 24h.

Woche 8 – Beginn des Blütenaufbaus

Das Höhenwachstum hatte sich stark verlangsamt und tendierte gegen Null. Die Pflanzen begannen nun mit dem Aufbau von Blüte-Volumen. Sowohl die VBX als auch die Shine Komponente des Düngers von Hydroponic Research wurde mit der maximalen Dosierempfehlung verwendet. Bei unserem Ausgangswasser mit einem ØEC wert von 0,35 ergibt dies einen Gesamtleitfähigkeit (EC) von 1,8. Durch den hohen Düngeranteil musste der PH Wert nach dem Anmischen nur minimal nach unten korrigiert werden. Die Pflanzen in der Bio Hanferde entwickeln sich aktuell in der selben Geschwindigkeit, und wiesen keinerlei Mängel auf.

Zielwerte:

Tag	50	51	52	53	54	55	56
Belichtungsdauer [h]	12	12	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	28	28	28	28	28	28	28
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	100	100	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	880	880	880	880	880	880	880
Gießmenge mineralisch [l]	2,27	2,33	2,33	2,33	2,33	2,33	2,33
Gießmenge organisch [l]	1,67	1,73	1,73	1,73	1,73	1,73	1,73
VBX [g/l]	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8
Shine [g/l]	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35
EC/PH	1,6/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8
Bemerkung

Woche 9 – Blütenvolumen wird gebildet

Das Höhenwachstum war komplett abgeschlossen. Die Blüten produzierten täglich zusätzliches Volumen bei beiden Versuchsgruppen. Bei der mineralisch gedüngten Versuchsgruppe wurde VBX Komponente am letzten Tag von 1,8g/l auf 1,6g/l reduziert. Da die Pflanzen nun weniger Stickstoff benötigten reichte nun eine kleinere Dosierung von VBX aus.

Zielwerte:

Tag	57	58	59	60	61	62	63
Belichtungsdauer [h]	12	12	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	28	28	28	28	28	28	28
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	100	100	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	880	880	880	880	880	880	880
Gießmenge mineralisch [l]	2,33	2,33	2,33	2,33	2,33	2,33	2,33
Gießmenge organisch [l]	1,73	1,73	1,73	1,73	1,73	1,73	1,73
VBX [g/l]	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8	1,6
Shine [g/l]	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35
EC/PH	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,8/5,8	1,6/5,9
Bemerkung

Woche 10 – generative Phase

Die Blüten produzierten weiterhin Volumen. Damit die Pflanzen nicht zu nass standen wurde bei beiden Gruppen die Gießmenge reduziert.

Zielwerte:

Tag	64	65	66	67	68	69	70
Belichtungsdauer [h]	12	12	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	28	28	28	28	28	28	28
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	100	100	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	880	880	880	880	880	880	880
Gießmenge mineralisch [l]	2,33	2,33	2,33	2,27	2,27	2,2	2,2
Gießmenge organisch [l]	1,73	1,73	1,73	1,67	1,67	1,6	1,6
VBX [g/l]	1,6	1,6	1,6	1,6	1,6	1,6	1,6
Shine [g/l]	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35
EC/PH	1,6/5,8	1,6/5,8	1,6/5,8	1,6/5,8	1,6/5,8	1,6/5,8	1,6/5,8
Bemerkung

Woche 11 – erste Verfärbungen

Die Pflanzen transpirierten nun immer weniger bei beiden Gruppen. Ein Anzeichen dafür, dass sich die Volumenproduktion einstellt. Darum versuchten wir in dieser Woche die Gießmenge in der richtigen Dosis zu reduzieren. Ebenfalls reduzieren wir den EC Wert durch die Verwendung von weniger VBX. Somit wurde vor allem weniger Stickstoff zugeführt.

Während bei der mineralischen Gruppe alle Pflanzen satt grün waren, traten auf der organischen Seite die ersten Verfärbungen auf, welche Nährstoffmängel vermuten ließen. Die Symptome traten genau bei jenen Pflanzen auf, welche am wenigsten Wasser konsumierten und dadurch feuchter standen.

Zielwerte:

Tag	71	72	73	74	75	76	77
Belichtungsdauer [h]	12	12	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	28	28	28	28	28	28	28
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	100	100	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	880	880	880	880	880	880	880
Gießmenge mineralisch [l]	1,6	1,6	1,6	1,73	1,8	1,8	1,8
Gießmenge organisch [l]	1,13	1,13	1,13	1,27	1,33	1,33	1,33
VBX [g/l]	1,6	1,6	1,6	1,6	1,6	1,4	1,4
Shine [g/l]	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35
EC/PH	1,6/5,8	1,6/5,8	1,6/5,8	1,6/5,8	1,6/5,8	1,4/5,8	1,4/5,8
Bemerkung

Woche 12 – Herbst in der Zuchtkammer

Der Herbst hielt Einzug. Vor allem die Pflanzen in der Bio Hanferde zeigten starke Verfärbungen, und die Blüten bildeten kein neues Volumen mehr. Um die Chlorophyll Reduktion bei der mineralisch gedüngten Gruppe anzuregen, wurde VBX weiter reduziert. 12 Tage vor der geplanten Ernte erhielten die Pflanzen kein VBX mehr. Noch immer wurden die Blüten, der mit Hydroponic Research gedüngten Pflanzen, größer und schwerer. Aber auch hier traten nun erste Mangelerscheinungen auf.

Bei der hier angebauten Sorte „Meat Grinder“ von „the gratefull Seeds“ wird mit einer Blütezeit von 63 Tagen angegeben. Alle Zeichen sprachen dafür, dass dieser Zeitplan eingehalten wird.

Zielwerte:

Tag	78	79	80	81	82	83	84
Belichtungsdauer [h]	12	12	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	28	28	28	28	28	28	28
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	100	100	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	880	880	880	880	880	880	880
Gießmenge mineralisch [l]	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8	1,8
Gießmenge organisch [l]	1,33	1,33	1,33	1,33	1,33	1,33	1,33
VBX [g/l]	1,4	1	1	1	0	0	0
Shine [g/l]	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35	0,35
EC/PH	1,4/5,8	1,1/5,8	1,1/5,8	1,1/5,8	0,6/5,8	0,6/5,8	0,6/5,8
Bemerkung

Woche 13 – Das Ende in Sicht

In dieser Woche wurde nun auch die Shine Komponente des Hydroponic Research Dünger Linie auf 0 reduziert. Die Pflanzen wurden auf Ihre bevorstehende Ernte vorbereitet. Es wurde bei beiden Versuchsgruppen nur noch Wasser, ohne PH Anpassung gegossen. Weiters wurde die Temperatur kontinuierliche reduziert um so viel wie möglich Geruchsstoffe zu erhalten. Gegen Ende der Woche wurde komplett auf das Bewässern verzichtet. Nur noch wenige Tage bis zur Ernte.

Die Herbstlichen Farben der organisch versorgten Pflanzen ist eine Augenweide für Liebhaber. Auch die mineralisch gedüngten Pflanzen entwickeln starke und prächtige Herbstfarben.

Die Harzüberzogenen Blüten waren schwer, und Äste knickten, trotz mehrfacher Abstützung.

Zielwerte: 

Tag	85	86	87	88	89	90	91
Belichtungsdauer [h]	12	12	12	12	12	12	12
Temperatur Tag [°C]	28	28	28	26	24	24	24
rH Tag [%]	50	50	50	50	50	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22	22	22	22	22	22
rH Nacht [%]	45	45	45	45	45	45	45
Dimmung [%]	100	100	100	100	100	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	880	880	880	880	880	880	880
Gießmenge mineralisch [l]	1,6	1,47	1,33	1,2	0,93	0,93	0
Gießmenge organisch [l]	1,2	1,07	0,93	0,93	0,67	0,67	0
VBX [g/l]	0	0	0	0	0	0	0
Shine [g/l]	0,35	0	0	0	0	0	0
EC/PH	0,6/5,8	0,4/6,3	0,4/6,3	0,4/6,3	0,4/6,3	0,4/6,3	0,4/6,3
Bemerkung

Woche 14 – Die Ernte

Nach 63 Blütetagen wurden die Pflanzen welche durch Temperaturreduktion und Wassermangel vorbereitet wurden geerntet. Die Ernte gestaltet sich durch den dichten Bestand in Kombination mit den schweren Blüten aufwendig. Um die Ergebnisse zu mit Fotos zu dokumentieren musste jede Pflanze einzeln entfernt und durch eine Vielzahl von Pflanzstäben gestützt werden. Nachdem die Pflanzen aus der Box entfernt waren, wurden Sie in Gruppen fotografisch dokumentiert. Danach wurden Sie abgeschnitten und auf die Trocknungswägen gehängt. Die kommenden Bilder zeigen einige Pflanzen, welche direkt aus der Box entnommen wurden. Bei den 3 Pflanze auf der linken Seite handelt es sich um die Pflanzen welche nur mit Wasser gegossen wurden.

Zielwerte: 

Tag	92	93
Belichtungsdauer [h]	12	12
Temperatur Tag [°C]	24	24
rH Tag [%]	50	50
VPD Tag [kPa]	1,47	1,47
Temperatur Nacht [°C]	22	22
rH Nacht [%]	45	45
Dimmung [%]	100	100
PPFD an Pflanze [µmol/m2/s]	880	880
Gießmenge mineralisch [l]	0	0
Gießmenge organisch [l]	0	0
VBX [g/l]	0	0
Shine [g/l]0	0	0
EC/PH
Bemerkung

Die Ergebnisse

Ertrag, Cannabinoide und Terpene

Nach dem Trocknen bei 18°C und 50% Luftfeuchtigkeit wurden die Blüten von den Pflanzen getrennt und maschinell getrimmt. Jeweils 3 Mischproben pro Versuchsgruppe wurden im Labor analysiert. Alle Ergebnisse beziehen sich auf eine Restfeuchtigkeit von 12% der getrockneten Blüten. Die Diagramme rechts zeigen den Gesamtertrag, den Ø Ertrag pro Quadratmeter sowie den Ø Ertrag pro Pflanze.

Terpene im Detail

Nebenstehend die detaillierte Terpenanalyse der beiden Versuchsgruppen.

Kostenvergleich

Wir haben die Kosten aller relevanten Verbrauchsmaterialien, wie Erde, Dünger, etc. gegenübergestellt. Die, in der rechten Abbildung dargestellten Preise, sind Endkonsumentenpreise welche durchschnittlich im Einzelhandel zu bezahlen wären. Wir möchten hinzufügen, dass die Sonnenerde lt. Hersteller mit deren Bodenaktivator für wenig Budget wieder aufgefrischt werden könnte. Damit wäre die Bio Hanferde für weitere Grows verwendbar. Natürlich hätte dies einen große Einfluss auf die Kostenstruktur über längere Zeit. Dies ist jedoch nicht Teil des Versuchs.

Kostenaufschlüsselung Hydroponic Research

Material	Produkt	Verbrauch	Kosten pro Einheit	Kosten gesamt
Erde	Canna Terra Professional Plus	500 l	0,32 €/l	160 €
Dünger Komponente 1	HydroponicResearch VBX clean	4614 g	0,07 €/g	319,75 €
Dünger Komponente 2	HydroponicResearch Shine clean	872 g	0,12 €/g	102,46 €
Kosten gesamt				582,21 €

Kostenaufschlüsselung Sonnenerde

Material	Produkt	Verbrauch	Kosten pro Einheit	Kosten gesamt
Erde	Sonnenerde Bio Hanferde	720 l	1,21 €/l	869,40 €
Mulch	Sonnenerde Bio Faser	36 l	0,6 €/l	21,42 €
Kosten gesamt				890,82 €

Quelle: Sanlight Blog

Viele Grower reagieren instinktiv gleich, wenn Blätter hängen: sofort giessen. Doch dieser Reflex ist oft der falsche Weg. Wurzeln, die dauerhaft im Nassen stehen, bekommen zu wenig Sauerstoff – das Ergebnis sind eher Fäulnis und Schimmelrisiko als kräftige Blüten. Erfahrene Grower setzen deshalb bewusst auf kontrollierte Trockenphasen, im Fachjargon „Dryback“ genannt, um das volle Potenzial ihrer Pflanzen auszuschöpfen.

Trockenstress mit Plan: Wie gezieltes Austrocknen deine Ernte verbessert

Dauerhaft feuchtes Substrat verdrängt Sauerstoff aus dem Wurzelraum – die Nährstoffaufnahme leidet, und die Pflanze kann nicht richtig arbeiten. Eine gute Bewässerungsstrategie sorgt deshalb für einen regelmässigen Wechsel zwischen Wassergabe und Abtrocknung, statt das Substrat konstant zu sättigen.Ein wichtiger Vorbehalt: Diese Technik funktioniert nur zuverlässig bei inerten Substraten wie Kokos oder Steinwolle. Bei klassischer Blumenerde oder Living Soil würde starkes Austrocknen dem Bodenleben massiv schaden.

Crop Steering: Die Pflanze über den Wasserhaushalt lenken

Ein Dryback bezeichnet die Phase – meist während der Dunkelperiode über Nacht –, in der das Substrat abtrocknet, bevor am nächsten Tag erneut gegossen wird. Der Trick dahinter: Ein leichter, kontrollierter Wassermangel signalisiert der Pflanze Stress und regt sie an, mehr Energie in die Blütenbildung und die Harzproduktion zu stecken. Dieses gezielte Steuern über Umweltfaktoren nennt man Crop Steering.

Die Strategie unterscheidet sich je nach Wachstumsphase:

In der vegetativen Phase empfiehlt sich ein kürzerer Dryback-Rhythmus mit häufigeren, kleineren Wassergaben über den Tag verteilt („Micro-Shots“). Ziel ist ein gleichmässig feuchtes Substrat, das üppiges Wachstum und viel Biomasse fördert.

In der Blütephase kommen längere und tiefere Drybacks zum Einsatz: seltener giessen, dafür mit grösseren Wassermengen. Das erzeugt kompaktere, harzreichere Blüten.

Ein praktischer Tipp zum Timing: Nicht direkt beim Einschalten des Lichts giessen, sondern der Pflanze morgens ein bis zwei Stunden Zeit geben. Ebenso wichtig: Die letzte Bewässerung etwa zwei Stunden vor Lichtende einplanen, damit der nächtliche Dryback sauber starten kann.

Zwei Wege zur UmsetzungDie einfache Lösung: Schwerkraft und Erfahrung

Wer nicht jeden Topf einzeln wiegen möchte und (noch) keine teure Sensortechnik einsetzen will, kann auf ein passives, stromloses Tropfsystem setzen. Ein erhöht positionierter Tank versorgt die Pflanzen per Schwerkraft über Tropfer – etwa mit einem Top-Down-System wie dem Garland Big Drippa oder einem Bottom-Up-System wie AutoPot.

Wichtig dabei: Diese Systeme sollten für echte Drybacks nicht durchgehend laufen, sonst entsteht dauerhafte Staunässe. Stattdessen wird manuell gesteuert – Zufuhr öffnen, Substrat vollsaugen lassen, dann für ein bis zwei Tage komplett schliessen, bis der Topf spürbar leichter geworden ist.

Die datengetriebene Lösung: Messung direkt an der Wurzel

Für alle, die es genauer wissen wollen, zählen konkrete Messwerte statt Schätzungen. Als Richtwerte: Ein vegetativer Dryback lässt den volumetrischen Wassergehalt (VWC) nur um etwa 10–15 % sinken, während in der Blüte oft 25–30 % VWC-Abfall angestrebt wird. Ein Nebeneffekt des Austrocknens: Die Salzkonzentration im Substrat (EC-Wert) steigt an, was bei zu hohen Werten die Wurzeln schädigen kann.

Deshalb ein zentraler Praxistipp: Nach einem starken Dryback braucht die nächste Bewässerung ausreichend Runoff (Drainage-Wasser), damit die angesammelten Salze wieder aus dem Topf gespült werden.

Für präzises Arbeiten kommen Sensoren zum Einsatz, die direkt im Wurzelbereich platziert werden – etwa das GrowControl RootSense Kit. Solche Systeme liefern hochfrequente, objektive Messwerte aus Kokos oder Steinwolle und zeigen exakt an, wann der optimale Dryback-Punkt erreicht ist.

Die Kombination aus beidem

Der eigentliche Vorteil entsteht, wenn beide Ansätze zusammenkommen: ein günstiges, passives System wie Big Drippa oder AutoPot für die Wasserversorgung, kombiniert mit einem Sensor wie RootSense zur Steuerung. Statt nach Gefühl oder Topfgewicht zu entscheiden, liefert der Sensor den genauen Auslösepunkt – etwa „VWC ist um 20 % gefallen, jetzt bewässern“.

Wer viele Micro-Shots am Tag fahren möchte, wird über kurz oder lang zu einer automatisierten Pumpenlösung greifen, weil manuelles Öffnen und Schliessen auf Dauer aufwendig wird. Für den Einstieg ins datenbasierte Growen – oder um dem AutoPot-System das Rätselraten abzugewöhnen – ist die Kombination aus einfacher Technik und präziser Messung aber bereits ein grosser Schritt nach vorn.

Fazit

Ob per Schwerkraftsystem im festen Rhythmus oder mit digitalen Sensordaten gesteuert – das Grundprinzip bleibt gleich: Wurzeln brauchen Luft, und gezielter Trockenstress zur richtigen Zeit holt mehr aus der Genetik heraus als ständiges Giessen. Wer Bewässerung als aktives Steuerungswerkzeug begreift statt als lästige Routine, wird das an der Qualität der Ernte merken.

Quelle: Grow Guru

Warum ein grundlegender Schutz nicht ausreichtDie neue Realität bei LED-Pflanzenleuchten der Risikogruppe 2: Warum ein grundlegender Schutz nicht ausreicht.

Eines der größten Missverständnisse im modernen Anbau ist, dass weißes LED-Licht von Natur aus sicher sei.Das ist es nicht.Viele der heutigen leistungsstarken LED-Leuchten für den Gartenbau fallen unter international anerkannte photobiologische Risikoklassifizierungen, darunter die Risikogruppe 2 (RG2) und in einigen Anwendungsbereichen sogar noch höhere Risikokategorien.

Diese Klassifizierungen basieren auf dem Potenzial für Netzhautschäden durch längere Exposition gegenüber intensiven Lichtquellen im sichtbaren und blau-reichen Spektralbereich.In Europa hat sich das Bewusstsein für diese Risiken deutlich verbessert. Viele gewerbliche Betriebe schreiben mittlerweile Augenschutz vor, wenn Mitarbeiter in der Nähe bestimmter Klassen von Gartenbaubeleuchtung arbeiten.

Hersteller stellen zunehmend photobiologische Sicherheitsdaten, Warnhinweise und Empfehlungen zur Exposition bereit, da die Intensität moderner LED-Systeme Werte überschreiten kann, die für eine ungeschützte Betrachtung über längere Zeiträume als sicher gelten.Die Herausforderung besteht darin, dass sich die meisten Lösungen für Schutzbrillen nur auf ein Ziel konzentrieren:

das Blockieren gefährlicher Wellenlängen.Technisch gesehen erfüllen sie diese Aufgabe.In der Praxis verursachen sie jedoch oft ein neues Problem.Viele Sicherheitsgläser, die für Umgebungen mit hochenergetischer Beleuchtung entwickelt wurden, verändern die Farbwahrnehmung drastisch, verringern die Sehschärfe, verzerren den Kontrast oder erzeugen ein unnatürliches Seherlebnis, das zu einer Ermüdung der Augen führt. In einer Anbaufacility, in der der Gesundheitszustand der Pflanzen oft anhand subtiler visueller Hinweise beurteilt wird, können diese Kompromisse zu betrieblichen Nachteilen werden.

Es ist ein bisschen so, als würde man sich bei Regen eine Plastiktüte über den Kopf stülpen.Sicher, man bleibt trocken.Aber zu welchem Preis?

Züchter sind auf ihre Augen angewiesen, um Nährstoffmangel, Schädlingsbefall, Umweltstress, Krankheitsausbrüche, die Gleichmäßigkeit des Blätterdachs und den richtigen Erntezeitpunkt zu erkennen. Wenn eine Schutzbrille die Mitarbeiter daran hindert, das Gesehene korrekt zu interpretieren, schützt sie zwar ihre Augen, mindert aber gleichzeitig ihre Leistungsfähigkeit.Hier verfolgt Method Seven einen grundlegend anderen Ansatz.Unser Ziel war es nie, einfach nur Licht abzublocken.

Unser Ziel ist es, das sicherste und visuell genaueste Seherlebnis im Anbauraum zu schaffen, das möglich ist. So wie sich die Beleuchtungstechnologie weiterentwickelt, entwickeln sich auch unsere Gläser weiter. Method Seven bewertet kontinuierlich neue LED-Technologien, neue Spektralverteilungen, Leuchten mit höherer Lichtleistung und sich ändernde photobiologische Sicherheitsstandards, um sicherzustellen, dass unsere Brillen gegen moderne Beleuchtungsrisiken wirksam bleiben und gleichzeitig eine außergewöhnliche Sehleistung bieten.

Schutz ist nur ein Teil der Gleichung. Komfort ist wichtig.Farbgenauigkeit ist wichtig. Sehschärfe ist wichtig.Mitarbeiter sollten stundenlang unter Zuchtleuchten arbeiten können, ohne unter Augenbelastung, Sehstörungen, Farbmüdigkeit oder den anhaltenden „Nachbildern“ zu leiden, von denen häufig berichtet wird, wenn man unter hochintensiven LEDs arbeitet.

Diese Geisterbilder und anhaltenden visuellen Artefakte sind oft Anzeichen dafür, dass das Sehsystem durch spektrale Ungleichgewichte und übermäßige Helligkeit überstimuliert wird.Die Gläser von Method Seven wurden nicht nur entwickelt, um gefährliche Strahlung zu reduzieren, sondern auch, um das Spektrum, das Ihre Augen erreicht, auszugleichen. Das Ergebnis ist ein natürlicheres Seherlebnis, das Ermüdungserscheinungen minimiert, die Pflanzeninspektion verbessert, die Farbgenauigkeit bewahrt und dabei hilft, den Fokus während des gesamten Arbeitstages aufrechtzuerhalten.

Denn in einer professionellen Anbaumilieu sollte Augenschutz Sie niemals dazu zwingen, sich zwischen Sicherheit und klarer Sicht entscheiden zu müssen.Sie verdienen beides.

Verfasst von James Cox

In der Grow-Szene begegnet man ihm ständig: dem Glaubenssatz, alles Natürliche sei automatisch harmlos und gesund, während alles „Chemische“ gefährlich und schädlich sei. So einleuchtend dieser Gedanke klingt, so wenig hält er einer genaueren Betrachtung stand.

Chemie ist überall – auch in der Natur

Der Begriff „Chemie“ wird umgangssprachlich fast immer mit künstlich im Labor hergestellten Substanzen gleichgesetzt. Dabei besteht im Grunde alles, was uns umgibt, aus chemischen Verbindungen – auch jeder biologische Prozess in Pflanzen, Tieren und im menschlichen Körper ist Chemie. Synthese bedeutet lediglich, dass aus einfachen Bausteinen ein neuer Stoff entsteht. Das hat für sich genommen nichts mit „giftig“ oder „ungesund“ zu tun, denn auch rein natürliche Stoffe lassen sich synthetisch nachbilden.

Gift kommt auch aus der Natur

Ein Blick in die Tier- und Pflanzenwelt zeigt schnell: Natürlich bedeutet keineswegs ungefährlich. Pfeilgiftfrösche etwa zählen zu den giftigsten Tieren der Welt. Ihr Gift stammt jedoch nicht aus ihrem eigenen Stoffwechsel, sondern wird über die Nahrung – giftige Insekten – aufgenommen. Diese Insekten wiederum nehmen die toxischen Substanzen von Pflanzen auf, die sogenannte Alkaloide produzieren: organische Verbindungen wie Koffein oder Nikotin, mit denen sich Pflanzen gegen Fressfeinde wehren. Über 300 solcher pflanzlicher Giftstoffe sind mittlerweile bekannt.

Interessant dabei: Genau diese hochwirksamen Naturstoffe dienen der Pharmaforschung seit Langem als Vorbild. Manche Froschgifte wirken um ein Vielfaches stärker schmerzstillend als Morphin und haben moderne Medikamente inspiriert. Auch in der Hautpflege orientiert man sich an den natürlichen Abwehrmechanismen von Fröschen gegen Pilze und Bakterien.

Die Natur als Vorbild im Pflanzenschutz

Auch in der Landwirtschaft und im Pflanzenschutz lässt man sich häufig von natürlichen Prozessen inspirieren. Ein bekanntes Beispiel ist eine Pflanze, unter der praktisch kein Unkraut wächst, weil sie einen eigenen Abwehrstoff (Leptospermon) bildet, der Konkurrenzpflanzen im Sonnenlicht ausbleichen lässt. Auf dieser Entdeckung basierend wurde später ein deutlich wirksamerer, sicherer Wirkstoff synthetisch hergestellt und als Herbizid eingeführt. Ähnlich verhält es sich mit biologischen Insektiziden auf Basis natürlicher Fettsäuren, die gezielt Schädlinge bekämpfen, für Nützlinge wie Bienen aber unbedenklich sind.

Worauf es wirklich ankommt

Ob ein Stoff schädlich ist oder nicht, hängt nicht davon ab, ob er „natürlich“ oder „synthetisch“ ist, sondern von der Dosis, der Anwendung und dem jeweiligen Wirkmechanismus. Selbst Substanzen mit natürlichem Ursprung – etwa bestimmte Schwermetalle oder Schimmelpilzgifte – können bei falschem Umgang gesundheitsschädlich sein oder sich in der Umwelt anreichern. Umgekehrt gibt es zahlreiche künstlich hergestellte Stoffe, die bei sachgerechter Anwendung völlig unbedenklich sind.

Fazit: Die Einteilung in „natürlich = gut“ und „chemisch = schlecht“ greift zu kurz. Entscheidend ist immer die konkrete Substanz, ihre Konzentration und der richtige Umgang damit – egal ob sie aus dem Labor oder direkt aus der Natur stammt.

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Quelle: Dieser Beitrag orientiert sich inhaltlich an dem Artikel „Natürlich ist gesund, Chemie ist Gift“ von swiss-food.ch (abgerufen am 8. Juli 2026).

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Verfärben sich die unteren Blätter deiner Cannabispflanze von saftigem Grün zu blassem Gelb, liegt die Ursache oft bei zu wenig Stickstoff. Dieser Nährstoff treibt das Wachstum der Pflanze an – fehlt er, gerät die Entwicklung ins Stocken. Wer die ersten Anzeichen richtig deutet, kann rechtzeitig reagieren, bevor die Ernte darunter leidet.

Die Rolle von Stickstoff

Stickstoff gehört zu den drei zentralen Hauptnährstoffen und ist bei jedem Dünger die erste Zahl der NPK-Angabe. Die Pflanze benötigt ihn für den Aufbau von Blattgrün, Eiweißen und neuem Zellgewebe. Steht zu wenig davon zur Verfügung, kann sie nicht mehr ausreichend Chlorophyll bilden. Besonders in der Wachstumsphase ist der Bedarf hoch, weil die Pflanze dort laufend neue Triebe und Blätter ausbildet – ein Engpass macht sich hier am deutlichsten bemerkbar.

So erkennst du den Mangel

Das auffälligste Merkmal ist die Vergilbung der älteren, unteren Blätter. Sie verlieren zunächst ihre kräftige grüne Farbe, werden hellgrün und schliesslich gelb, bevor sie weich werden, sich einrollen und abfallen. Die Verfärbung breitet sich dabei schrittweise von unten nach oben aus.

Begleitend verlangsamt sich das gesamte Wachstum, neue Triebe bleiben dünn und klein, und die Pflanze wirkt insgesamt matt statt vital. Treten diese Anzeichen gemeinsam an den unteren Etagen auf, ist ein Stickstoffmangel sehr wahrscheinlich.

Warum genau die unteren Blätter zuerst betroffen sind

Stickstoff zählt zu den mobilen Nährstoffen – die Pflanze kann ihn innerhalb ihres Gewebes umverteilen. Wird es knapp, holt sie sich Stickstoff aus den alten unteren Blättern und verlagert ihn in die jungen, oberen Triebe, wo er dringender gebraucht wird. Zurück bleiben die „geopferten“ unteren Blätter ohne Chlorophyll. Genau dieses Muster – gelb unten, grün oben – ist das verlässlichste Erkennungszeichen. Bei Mängeln unbeweglicher Nährstoffe verhält es sich umgekehrt: Dort zeigen sich Symptome zuerst oben an den jungen Blättern.

Typische Ursachen

Unterdüngung ist der häufigste Grund – zu sparsame Nährstoffgaben in der Wachstumsphase oder ein ausgelaugtes Substrat nach mehreren Wochen ohne Nachdüngung führen fast zwangsläufig zum Defizit.

Falscher pH-Wert ist eine zweite, oft unterschätzte Ursache. Liegt er ausserhalb des optimalen Bereichs, kann die Pflanze vorhandenen Stickstoff schlicht nicht aufnehmen – man spricht von einem Nährstoff-Lockout, der einem echten Mangel täuschend ähnlich sieht. In Erde liegt der ideale pH-Bereich bei 6,0–6,5, in Hydrokultur etwas darunter. Auch häufiges, kräftiges Giessen kann Stickstoff aus dem Substrat auswaschen.

Den Mangel gezielt beheben

Bevor du zum Dünger greifst, miss immer zuerst den pH-Wert von Wasser und Substrat. Stimmt er nicht, korrigiere ihn zuerst und beobachte die Pflanze ein paar Tage – oft verschwindet das vermeintliche Problem allein dadurch. Bleiben die Symptome trotz korrektem pH-Wert bestehen, liegt tatsächlich ein Mangel vor.

In diesem Fall gibst du einen stickstoffbetonten Wachstumsdünger, anfangs am besten in halber Dosierung, um eine Überdüngung zu vermeiden. Im Bio-Anbau eignen sich Kompost, Wurmhumus oder Guano – sie wirken milder, brauchen aber zwei bis drei Wochen, bis Mikroorganismen im Boden sie pflanzenverfügbar gemacht haben. Erholen sich neue Triebe nach drei bis sieben Tagen und zeigen wieder kräftiges Grün, war die Massnahme erfolgreich. Bereits vergilbte alte Blätter regenerieren sich nicht mehr und können entfernt werden.

Abgrenzung zu Überschuss und Lockout

Ein Stickstoffüberschuss zeigt sich völlig anders: Die Blätter werden sehr dunkelgrün, wirken glänzend und dick, die Blattspitzen krümmen sich nach unten („die Kralle“). Hier hilft es, die Stickstoffgabe zu stoppen und das Substrat mit pH-reguliertem Wasser zu spülen.

Der pH-bedingte Lockout wiederum täuscht einen Mangel vor, obwohl genug Nährstoffe im Substrat vorhanden sind – deshalb steht die pH-Messung immer am Anfang jeder Diagnose. Passt keines der Muster, können auch Schädlinge oder Wurzelprobleme die Ursache sein.

Sonderfall Blütephase

In der Blüte sinkt der Stickstoffbedarf bewusst, weil die Pflanze ihre Energie in Blüten, Terpene und Harz statt in neues Blattwerk steckt. Ein leichtes Vergilben der untersten Blätter gegen Blütenende ist deshalb normal. Zu viel Stickstoff in dieser Phase kann sogar schaden und zu lockeren, weniger aromatischen Blüten führen – hier gilt: nicht reflexartig nachdüngen. In der vegetativen Phase dagegen sollte ein echter Mangel zügig korrigiert werden.

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Quelle: Hanf Magazin – Cannabis Stickstoffmangel erkennen und richtig beheben

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Wann muss ich giessen? Wie viel Wasser braucht meine Pflanze? Diese Fragen stellen sich Grower aller Erfahrungsstufen – und die ehrliche Antwort lautet: Es gibt keine universelle Formel. Die richtige Bewässerung hängt von zahlreichen Faktoren ab und erfordert vor allem eines: ein gutes Auge und ein Gefühl für die Pflanze.

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Das Wachstums-Tetraeder: Alles hängt zusammen

Um Bewässerung wirklich zu verstehen, hilft es, das grosse Ganze im Blick zu behalten. Eine gesunde Ernte entsteht immer aus dem Zusammenspiel von vier Grundelementen:

• Die Pflanze selbst – Sorte und Art bestimmen alle weiteren Entscheidungen.
• Die Wurzelumgebung – das Medium (Erde, Coco, Steinwolle, Hydro etc.) und das Anbausystem.
• Die Blattumgebung – Licht, Temperatur, Luftfeuchtigkeit und CO₂.
• Das Wasser – das universelle Lösungsmittel, das alle anderen Bereiche verbindet.

Wasser ist dabei nicht nur ein einzelner Faktor – es ist in allen anderen Bereichen präsent. Es transportiert Nährstoffe zu den Wurzeln, reguliert Temperatur und Zellspannung und ist Grundlage jedes Stoffwechselprozesses. Fehlt Wasser, stehen alle anderen Funktionen still.

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10 wichtige Grundregeln für die Bewässerung

1. Wurzelspitzen brauchen fast 100 % Feuchtigkeit

Die empfindlichsten Teile der Wurzel – die sogenannten Wurzelspitzen – nehmen den Grossteil der Nährstoffe und des Wassers auf. Trocknen sie aus, sterben sie ab und müssen erst regeneriert werden, bevor weiteres Wachstum möglich ist.

2. Wurzeln brauchen auch Trockenperioden

Klingt widersprüchlich, ist aber wichtig: Wenn Wasser und Nährstoffe dauerhaft im Überfluss vorhanden sind, hat die Wurzel keinen Anreiz zu wachsen. Kurze Trockenphasen zwingen sie, sich auszubreiten und neue Ressourcen zu erschliessen. Wer zu grosszügig giesst, züchtet schwache Wurzeln.

3. Überwässerung ist eine Frage der Zeit, nicht der Menge

Nicht wie viel Wasser gegossen wird ist entscheidend – sondern wie lange die Wurzeln darin stehen. Wurzeln benötigen Sauerstoff, der über die Oberfläche diffundiert. Stehen sie länger als etwa 20 Minuten unter Wasser, beginnen die feinen Wurzelspitzen abzusterben. Entscheidend ist daher eine gute Drainage.

4. Richtwert: 4–6 Liter pro m² und Tag

Ein Beet, das vollständig mit Blattwerk bedeckt ist, benötigt pro Quadratmeter und Tag etwa 4 bis 6 Liter Wasser. Bei jungen Pflanzen oder dünnerem Bewuchs sind es rund 3 Liter. Liegt der tatsächliche Verbrauch dauerhaft deutlich darunter, deutet das auf ein Problem hin – etwa zu hohe Luftfeuchtigkeit, zu niedrige Temperatur oder schwache Wurzeln.

5. Automatische Systeme auf den Durchschnitt ausrichten

Wer mehrere Pflanzen automatisch bewässert, sollte den Zeitplan am Durchschnitt aller Pflanzen ausrichten. Damit das funktioniert, müssen die Pflanzen möglichst gleich gross sein und unter identischen Bedingungen wachsen.

6. Bei organischem oder inertem Medium: erst giessen, wenn die Hälfte verbraucht ist

Eine praktische Methode: Den Behälter nach dem Giessen wiegen, dann warten, bis er die Hälfte des Gewichts verloren hat – dann ist es Zeit für die nächste Wassergabe. So stellt man sicher, dass die Wurzeln zwischen den Wassergaben auch Luft bekommen.

7. Aeroponik braucht ständige Aufmerksamkeit

Bei aeroponischen Systemen sind die Wurzeln direkt der Luft ausgesetzt. Hier muss sehr genau beobachtet werden, wann die Wurzeloberfläche beginnt, Feuchtigkeit zu verlieren – ohne dass die Luftfeuchtigkeit rund um die Wurzeln zu stark abfällt.

8. Wurzeln wachsen weg vom Licht

Wurzeln mögen keine Helligkeit. Systeme mit dünnen, lichtdurchlässigen Wänden (z. B. PVC-Rohre) sollten entsprechend abgedunkelt werden, damit keine Algenbildung entsteht und die Wurzeln nicht gestresst werden.

9. Bei Behältern mit Abfluss kann man nicht zu viel giessen

Solange ein Behälter Löcher hat, läuft überschüssiges Wasser ab. Die gespeicherte Wassermenge ist immer gleich – egal ob man 10 oder 80 Liter einfüllt. Das ermöglicht gründliches Durchspülen und hilft, angesammelte Salze auszuwaschen.

10. Weniger giessen während der Dunkelphase

In der Dunkelphase verbrauchen Pflanzen deutlich weniger Wasser. Medien, die Wasser gut speichern (Torf, Steinwolle), müssen nachts meist gar nicht bewässert werden. Aeroponische Systeme und solche mit Hydrokörner brauchen auch nachts gelegentliche kurze Bewässerungszyklen.

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Manuell oder automatisch – was ist besser?

Grundsätzlich gibt es zwei Ansätze: von Hand giessen oder ein automatisches System verwenden.

Von Hand giessen bietet den grössten direkten Einblick in den Zustand der Pflanzen. Wer aufmerksam ist, merkt sofort, wenn eine Pflanze anders reagiert als die anderen. Wichtig dabei: immer so viel giessen, dass mindestens 20 % des Wassers unten wieder abläuft. Das garantiert vollständige Durchfeuchtung und spült überschüssige Salze aus.

Automatische Systeme sind dann sinnvoll, wenn Gleichmässigkeit und Reproduzierbarkeit wichtiger sind als Flexibilität. Das System sollte so ausgelegt sein, dass jede Pflanze exakt gleich viel Wasser erhält – gleicher Druck, gleiche Tropfermenge, gleiche Laufzeit. Wer das richtig plant, hat weniger Arbeit und mehr Konstanz.

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Fazit

Bewässerung ist kein mechanischer Vorgang, sondern eine der anspruchsvollsten Disziplinen im Anbau. Die besten Grower sind diejenigen, die ihre Pflanzen beobachten, verstehen, wie alle Faktoren zusammenwirken – und entsprechend reagieren. Die Technik hilft, aber das eigentliche Werkzeug ist das Auge des Growers.

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Quelle und weiterführende Informationen: CANNA Schweiz – Die Bewässerung von Pflanzen

Die Wahl der richtigen Genetik ist einer der wichtigsten Faktoren beim Anbau von Cannabis und gleichzeitig einer der häufigsten Gründe für Probleme, gerade bei Anfängern. Viele unterschätzen, wie stark die Sorte und vor allem der Samentyp den gesamten Grow beeinflusst.

Gerade Einsteiger tun sich oft schwer mit photoperiodischen Pflanzen. Erfahrene Grower sagen zwar häufig: „Man muss doch nur das Licht umstellen.“ In der Praxis beginnt genau hier aber oft die Unsicherheit. Wann ist der richtige Zeitpunkt für die Blüte? Ist die Pflanze groß genug? Oder vielleicht schon zu groß?

Diese Fragen führen nicht selten zu Stress für die Pflanzen und am Ende zu enttäuschenden Ergebnissen. Pflanzen bleiben zu klein, wachsen unkontrolliert oder entwickeln sich aufgrund von Fehlern im Lichtzyklus nicht optimal. Genau hier spielen Autoflower ihre Stärken aus.

In den letzten Jahren haben sich Autoflower-Genetiken stark weiterentwickelt und sind heute für viele Grower – auch erfahrene – eine ernsthafte Alternative. Die Qualität steht photoperiodischen Sorten mittlerweile in nichts mehr nach, während die Handhabung deutlich einfacher ist.

Was sind Autoflower Cannabissamen?

Autoflowering Cannabissamen unterscheiden sich grundlegend von klassischen photoperiodischen Sorten. Während reguläre Pflanzen ihre Blüte erst nach einer gezielten Lichtumstellung beginnen, gehen Autoflower automatisch in die Blütephase über – unabhängig vom Lichtzyklus.

Das bringt einige entscheidende Vorteile mit sich:

• kein kompliziertes Lichtmanagement
• kürzere Lebenszyklen
• kompaktere Pflanzen
• oft robuster gegenüber Stress

Gerade für Homegrower mit wenig Erfahrung oder begrenztem Platz sind Autoflower daher besonders interessant.

Typische Fehler bei der Sortenwahl

Viele Anfänger machen den Fehler, ihre Entscheidung ausschließlich vom THC-Gehalt oder maximalen Ertrag abhängig zu machen. Dabei wird oft übersehen, dass Stabilität und Anpassungsfähigkeit gerade am Anfang entscheidend sind.

Als Einsteiger geht es nicht darum, sofort das Maximum aus einer Sorte herauszuholen. Viel wichtiger ist es, einen stabilen und stressfreien Grow zu erreichen.

Entscheidende Faktoren sind:

• überschaubare Lebensdauer
• gut einschätzbares Höhenwachstum
• robuste Genetik

Das eigentliche Feintuning kommt mit der Zeit und der Erfahrung.

Wie findet man die richtigen Autoflower-Sorten?

Wer langfristig erfolgreich growen möchte, sollte sich vorab mit verschiedenen Genetiken beschäftigen und nicht einfach zur erstbesten Sorte greifen.

Ein guter Ansatz ist es, sich einen Überblick über verschiedene Autoflower Cannabissamen zu verschaffen und gezielt nach Eigenschaften zu filtern, die zum eigenen Setup passen.

So lassen sich typische Anfänger-Schwierigkeiten überwinden und die Erfolgschancen auf einen erfolgreichen Grow deutlich erhöhen.

Warum Autoflower immer beliebter werden

Die steigende Beliebtheit von Autoflower ist kein Zufall. Moderne Sorten kombinieren einfache Handhabung mit soliden Erträgen und immer besseren Aromaprofilen.

Zusätzlich bieten sie klare Vorteile:

• schnelle Erntezyklen
• mehrere Durchgänge pro Saison möglich
• flexible Nutzung (Indoor & Outdoor)
• Immer größere Sortenvielfalt

Damit sind sie nicht nur für Einsteiger interessant, sondern auch für erfahrene Grower, die effizient arbeiten möchten.

Die richtige Genetik entscheidet

Am Ende steht fest: Die Wahl der richtigen Cannabissamen ist entscheidend für den Erfolg eines Grows. Autoflower bieten hier einen besonders einfachen Einstieg, ohne dass man auf Qualität verzichten muss. Wer sich bewusst mit der Genetik auseinandersetzt und passende Sorten auswählt, schafft die Grundlage für gesunde Pflanzen und gute Ergebnisse – unabhängig vom Erfahrungslevel.

Quelle: Grow.de